Специфика роста и накопления флавоноидов у растений и клеточных культур Lychnis chalcedonica, полученных от эксплантов разных органов

封面

如何引用文章

全文:

开放存取 开放存取
受限制的访问 ##reader.subscriptionAccessGranted##
受限制的访问 订阅存取

详细

Флавоноиды имеют многочисленные функции в растении, одной из которых является регуляция роста. В ходе исследования получены каллусные культуры от разных структурных элементов – корня, гипокотиля, основания побега и семядоли 5- и 14-дневных растений лихниса хальцедонского (Lychnis chalcedonica L.), изучены темпы роста соответствующих каллусных тканей и накопление ими флавоноидов (Фл). Спектрофотометрически определено суммарное содержание Фл в листьях разных ярусов вегетирующих растений. Методом ВЭЖХ проанализировано содержание трех Фл: рутина (Р), кверцетина (КВ) и дигидрокверцетина (ДГКВ) в корнях, листьях и соцветиях цветущих растений, культивированных на дерново-подзолистой почве Томской области (Россия). Изучены рост и суммарное содержание фенольных соединений и трех Фл у каллусной и суспензионной культур, полученных от эксплантов корня молодых растений лихниса. Установлены особенности роста и органоспецифичность в накоплении индивидуальных Фл. Показана зависимость физиологического состояния листьев и клеточных культур от содержания Фл. Суспензионная культура (10 пассаж), полученная из каллуса корня (92 пассаж), на 14 сутки имела близкое содержание Р и ДГКВ с исходной линией каллусной культуры и более низкий уровень КВ. В корнях цветущих растений присутствовал преимущественно ДГКВ, тогда как в соцветиях и верхних листьях – Р. Установлена тенденция уменьшения Р в ряду органов: соцветие ≥ листья > корень. В распределении КВ показана обратная Р зависимость. Содержание ДГКВ в листьях было в 1.9 раза меньше (P < 0.05), чем в соцветии. Уровень этого Фл в корнях был многократно выше (P < 0.05), чем в надземных органах. Вслед за увеличением окислительного статуса зрелого листа вегетирующих растений лихниса относительно молодого листа активировались осмотическая и антиоксидантная системы, включающие пролин и суммарный уровень Фл. В тоже время каллус (6 пассаж), полученный на основе более молодых тканей гипокотиля 5-дневных проростков, имел следовые количества изученных Фл, тогда как каллус, сформированный из более зрелых тканей основания побега 14-дневных проростков, характеризовался более высоким уровнем разных Фл. На основе полученных данных можно предположить участие Фл в регуляции роста листьев и клеточных культур за счет их антиоксидантных или регуляторных свойств.

全文:

受限制的访问

作者简介

И. Головацкая

Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования “Национальный исследовательский Томский государственный университет”

编辑信件的主要联系方式.
Email: golovatskaya.irina@mail.ru
俄罗斯联邦, Томск

Ю. Медведева

Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования “Национальный исследовательский Томский государственный университет”

Email: golovatskaya.irina@mail.ru
俄罗斯联邦, Томск

М. Кадырбаев

Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования “Национальный исследовательский Томский государственный университет”

Email: golovatskaya.irina@mail.ru
俄罗斯联邦, Томск

Е. Бойко

Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования “Национальный исследовательский Томский государственный университет”

Email: golovatskaya.irina@mail.ru
俄罗斯联邦, Томск

参考

  1. Бутенко Р.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе. М.: ФБК-ПРЕСС, 1999. 158 с.
  2. Запрометов М.Н. Фенольные соединения: распространение, метаболизм и функции в растениях. М.: Наука, 1993. 272 с.
  3. Jiang N., Doseff A., Grotewold E. Flavones: from biosynthesis to health benefits // Plants. 2016. V. 5. Р. 27. https://doi.org/10.3390/plants5020027
  4. Kumar V., Suman U., Rubal, Kumar S.Y. Flavonoid secondary metabolite: biosynthesis and role in growth and development in plants // Recent trends and techniques in plant metabolic engineering / Eds. S. Yadav, V. Kumar, S. Singh. Springer Singapore. 2018. Р. 19. https://doi.org/10.1007/978-981-13-2251-8_2
  5. Kitamura S. Transport of flavonoids: from cytosolic synthesis to vacuolar accumulation // The science of flavonoids / Eds. E. Grotewold. Springer. 2006. Р. 123. https://doi.org/10.1007/978-0-387-28822-2_5
  6. Petrussa E., Braidot E., Zancani M., Peresson C., Bertolini A., Patui S., Vianello A. Plant flavonoids – biosynthesis, transport and involvement in stress responses // Int. J. Mol. Sci. 2013. V. 14. Р. 14950. https://doi.org/10.3390/ ijms140714950
  7. Li Y., Kong D., Fu Y., Sussman M.R., Wu H. The effect of developmental and environmental factors on secondary metabolites in medicinal plants // Plant Physiol. Biochem. 2020. V. 148. P. 80. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2020.01.006
  8. Falcone Ferreyra M.L., Rius S.P., Casati P. Flavonoids: biosynthesis, biological functions, and biotechnological applications // Front. Plant Sci. 2012. V. 3. Р. 222. https://doi.org/10.3389/fpls.2012.00222
  9. Носов А.М. Функции вторичных метаболитов растений in vivo и in vitro // Физиология растений. 1994. Т. 41. С. 873.
  10. Зибарева Л.Н., Филоненко Е.С, Храмова Е.П. Флавоноиды некоторых видов растений родов Lychnis и Silene // Фенольные соединения: функциональная роль в растениях. Сборник научных статей по материалам X Международного симпозиума “Фенольные соединения: фундаментальные и прикладные аспекты”, Москва, 2018. С. 274.
  11. Нестерова Ю.В., Поветьева Т.Н., Зибарева Л.Н., Суслов Н.И., Зуева Е.П., Аксиненко С.Г., Афанасьева О.Г., Крылова С.Г., Амосова Е.Н., Рыбалкина О.Ю., Лопатина К.А. Противовоспалительная и анальгетическая активность комплекса флавоноидов Lychnis chalcedonica L. // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2017. Т. 163. № 2. С. 185.
  12. Karnachuk R.A., Tishchenko S.Yu., Golovatskaya I.F. Endogenous phytohormones and regulation of morphogenesis of Arabidopsis thaliana by blue light // Russ. J. Plant Physiol. 2001. V. 48. Р. 226. https://doi.org/10.1023/A:1009060302835
  13. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bio assay with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant. 1962. V. 15. Р. 473. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052
  14. Носов А.М. Методы оценки и характеристики роста культур клеток высших растений // Молекулярно-генетические и биохимические методы в современной биологии растений / Под ред. Вл.В. Кузнецова, В.В. Кузнецова, Г.А. Романова. Москва: Бином. 2011. С. 386.
  15. Zagoskina N.V., Dubravina G.A., Alyavina A.K., Goncharuk E.A. Effect of ultraviolet (UV-B) radiation on the formation and localization of phenolic compounds in tea plant callus cultures // Russ. J. Plant Physiol. 2003. V. 50. P. 270. https://doi.org/10.1023/A:1022945819389
  16. Ломбоева С.С., Танхаева Л.М., Оленников Д.Н. Методика количественного определения суммарного содержания флавоноидов в надземной части ортилии однобокой (Orthilia secunda (L.) House) // Химия растительного сырья. 2008. № 2. С. 65.
  17. Зимина Л.Н., Куркин В.А., Рыжов В.М. Исследование флавоноидного состава травы зверобоя пятнистого методом высокоэффективной жидкостной хроматографии // Медицинский альманах. 2012. Т. 2. С. 227. https://doi.org/10.1023/A:1022945819389
  18. Шатц В.Д., Сахартова О.В. Высокоэффективная жидкостная хроматография. Основы теории. Методология. Применение в лекарственной химии. Рига: Зинатне, 1988. 220 с.
  19. Zhou X., Zeng M., Huang F., Qin G., Song Z. The potential role of plant secondary metabolites on antifungal and immunomodulatory effect // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2023. V. 107. Р. 4471. https://doi.org/10.1007/s00253-023-12601-5
  20. Marín L., Gutiérrez-Del-Río I., Entrialgo-Cadierno R., Villar C.J., Lombó F. De novo biosynthesis of myricetin, kaempferol and quercetin in Streptomyces albus and Streptomyces coelicolor // PLoS One. 2018. V. 13: e0207278. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0207278.
  21. Koja E., Ohata S., Maruyama Y., Suzuki H., Shimosaka M., Taguchi G. Identification and characterization of a rhamnosyltransferase involved in rutin biosynthesis in Fagopyrum esculentum (common buckwheat) // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2018. V. 82. Р. 1790. https://doi.org/10.1080/09168451.2018.1491286
  22. Buege J.A., Aust S.D. Microsomal lipid peroxidation // Meth. Enzymol. 1978. V. 52. P. 302. https://doi.org/10.1016/s0076-6879(78)52032-6
  23. Bates L.S., Waldran R.P., Teare I.D. Rapid determination of free proline for water stress studies // Plant Soil. 1973. V. 39. P. 205. https://doi.org/10.1007/BF00018060
  24. Golovatskaya I.F., Boyko E.V., Vidershpan A.N., Laptev N.I. Age-dependent morphophysiological changes and biochemical composition of Lactuca sativa L. plants influenced by se and solar radiation of varying intensity // Agricultural Biology (Sel’skokhozyaistvennaya Biologiya). 2018. V. 53. P. 1025. https://doi.org/10.15389/agrobiology.2018.5.1025eng
  25. Qian S., Hong L., Cai Y., Gao J., Lin Y. Effects of light on in vitro fiber development and flavonoid biosynthesis in green cotton (Gossypium hirsutum) // Acta Soc. Bot. Pol. 2016. V. 85. Р. 3499. https://doi.org/10.5586/asbp.3499
  26. Golovatskaya I.F., Reznichenko A.E., Laptev N.I. Influence of meta-chlorobenzhydryl urea on physiological and biochemical characteristics of Saussurea orgaadayi V. Khan. and Krasnob. cell culture // Agricultural Biology [Sel’skokhozyaistvennaya biologiya]. 2021. V. 56. Р. 602. https://doi.org/10.15389/agrobiology.2021.3.602eng
  27. Galati G., Sabzevari O., Wilson J.X., O’Brien P.J. Prooxidant activity and cellular effects of the phenoxyl radicals of dietary flavonoids and other polyphenolics // Toxicology. 2002. V. 177. P. 91. https://doi.org/10.1016/s0300-483x(02)00198-1.
  28. Brunetti C., Di Ferdinando M., Fini A., Pollastri S., Tattini M. Flavonoids as antioxidants and developmental regulators: relative significance in plants and humans // Int. J. Mol. Sci. 2013. V. 14. P. 3540. https://doi.org/10.3390/ijms14023540
  29. Kato A., Nasu N., Takebayashi K., Adachi I., Minami Y., Sanae F., Asano N., Watson A.A., Nash R.J. Structure-activity relationships of flavonoids as potential inhibitors of glycogen phosphorylase // J. Agric. Food Chem. 2008. V. 56. Р. 4469.
  30. Zverev Ya.F. Flavonoids through the eyes of a pharmacologist, antioxidant and anti-inflammatory activities // Reviews on Clinical Pharmacology and Drug Therapy. 2017. V. 15. Р. 5. https://doi.org/10.17816/RCF1545-13
  31. Sichel G., Corsaro C., Scalia M., Di Billo A.J., Bonomo R.P. In vitro scavenger activity of some flavonoids and melanins against O2- // Free Radic. Biol. Med. 1991. V. 11. P. 1.
  32. Dugas A.J., Castaneda-Acosta Jr.J., Bonin G.C., Price K.L., Fischer N.H., Winston G.W. Evaluation of the total peroxyl radical-scavenging capacity of flavonoids: structure-activity relationships // J. Nat. Prod. 2000. V. 63. P. 327. https://doi.org/10.1021/np990352n
  33. Lewis D.R., Ramirez M.V., Miller N.D., Vallabhaneni P., Ray W.K., Helm R.F., Winkel B.S.J., Muday G.K. Auxin and ethylene induce flavonol accumulation through distinct transcriptional networks // Plant Physiol. 2011. V. 156. P. 144. https://doi.org/10.1104/pp.111.172502
  34. Klyushin A.G., Tomilova S.V., Kochkin D.V., Galishev B.A., Nosov A.M. Effect of auxins and cytokinins on growth and biosynthetic characteristics of suspension cell culture of Tribulus terrestris L. // Russ. J. Plant Physiol. 2022. V. 69: 52. https://doi.org/10.1134/S1021443722020078
  35. Bota C., Deliu C. Original article effect of plant growth regulators on the production of flavonoids by cell suspension cultures of Digitalis lanata // Farmacia. 2015. V. 63. Р. 716.
  36. Liu C.Z., Saxena P.K. Saussurea medusa cell suspension cultures for flavonoid production // Methods Mol. Biol. 2009. V. 547. P. 53.
  37. Habibah N.A., Nugrahaningsih W.H., Anggraito Y.U., Mukhtar K., Wijayanti N., Mustafa F., Rostriana Y. Effect of growth regulators on cell growth and flavonoid production in cell culture of Elaecarpus grandiflorus // Annual Conference on Environmental Science, Society and its Application. IOP Conf. Series: Earth and Environmental Science. Indonesia, 2019. V. 391. https://doi.org/10.1088/1755-1315/391/1/012061
  38. Habibah N., Moeljopawiro S., Dewi K., Indrianto A. Flavonoid production, growth and differentiation of Stelechocarpus burahol (Bl.) Hook. F. and Th. cell suspension culture // Pak. J. Biol. Sci. 2017. V. 20. Р. 197.
  39. Indu S., Vijaya L., Meeta B., Jossy V., Naresh C. Production of flavonoids in callus culture of Anthocephalus indicus A. Rich. // Asian J. Plant Sci. 2013. V. 12. Р. 40. https://doi.org/10.3923/ajps.2013.40.45

补充文件

附件文件
动作
1. JATS XML
下载
2. Fig.1. Sterile 5- (a) and 14-day (b) Lychnis chalcedonica plants; callus culture of lines 5G (c), 14OP (d), 5K (e) and 14K (f) after 25 days of cultivation (passage 6); suspension culture (g) and its cells (h). Explants: G – hypocotyl, OP – shoot base, K – root. Bar size – 100 microns.

下载 (40KB)
索引源数据
3. Fig. 2. Chromatographic separation of flavonoids from standard solutions: a – rutin (Ru) C = 0.1 mg/cm3, λ = 254 nm (recovery time – 16.691 ± 0.080 min); b – dihydroquercetin (DQ) C = 0.1 mg/cm3, λ = 290 nm (release time – 17.252 ± 0.090 min); c – quercetin (Q) C = 0.1 mg/cm3, λ = 360 nm (release time – 24.220 ± 0.050 min).

下载 (44KB)
索引源数据
4. Fig. 3. An example of the determination of dihydroquercetin (DQ) and quercetin (Q) in plant materials: a – DQ, release time – 17.170 min; b – Q, exit time – 24.235 min.

下载 (42KB)
索引源数据
5. Fig. 4. Structural formulas of the studied flavonoids and enzymes of their biosynthesis. 1 – general formula; 2 – dihydroquercetin; 3 – quercetin; 4 – isoquercitrin; 5 – routine; D – FLS (flavanol synthase); E – F3GT (flavonol-3-O-glucosyltransferase); F – F3G6″RhaT (flavonol-3-O-glucoside 6″-O-rhamnosyltransferase).

下载 (4KB)
索引源数据
6. Fig. 5. Content of individual flavonoids in the organs of flowering plants Lychnis chalcedonica cultivated in the natural population and in long-term callus and suspension root cultures. 1 – rutin; 2 – quercetin; 3 – dihydroquercetin. The same Latin letters denote values whose differences are not significant at P ≤ 0.05.

下载 (27KB)
索引源数据

版权所有 © Russian Academy of Sciences, 2024