Транскрипционная активность CCA1 у растений Arabidopsis thaliana северной популяции в условиях измененного светового режима

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Проанализирована динамика транскрипционной активности одного из ключевых генов циркадной сети CCA1 в условиях естественного светового фотопериода длинного дня (16L : 8D) и при инвертированном световом режиме (8D : 16L) у растений A. thaliana северной природной популяции (Карелия). Показано, что в условиях инвертированного смещения светового режима происходит резкий подъем экспрессии этого гена со сдвигом фазы в циркадном ритме на 2 часа. Уровень транскрипционной активности CCA1 оказался почти в два раза выше по сравнению с естественными световыми условиями. При этом эндогенный ритм гена сохранялся, но с меньшей амплитудой. С возрастом у 30-дневных растений, выросших в инвертированных условиях, произошла потеря эндогенного циркадного ритма CCA1. Полученные результаты позволяют заключить, что, вероятно, циркадные ритмы A. thaliana северных природных популяций выполняют важную роль в адаптации к изменению световых условий и что один из ключевых генов часов CCA1 играет в этом процессе существенную роль.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

М. В. Зарецкая

Институт биологии Карельского научного центра Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: genmg@mail.ru
Россия, Петрозаводск, 185910

О. М. Федоренко

Институт биологии Карельского научного центра Российской академии наук

Email: fedorenko_om@mail.ru
Россия, Петрозаводск, 185910

Список литературы

  1. Zhu Z., Quint M., Anwer M.U. Arabidopsis EARLY FLOWERING 3 controls temperature responsiveness of the circadian clock independently of the evening complex // J. Exp. Bot. 2022. V. 73. № 3. P. 1049–1061. https://doi.org/10.1093/jxb/erab473
  2. Venkat A., Muneer S. Role of circadian rhythms in major plant metabolic and signaling pathways // Front. in Plant Sci. 2022. V. 13. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.836244
  3. Ueda H.R. Systems biology flowering in the plant clock field // Mol. Syst. Biol. 2006. V. 2(60). https://doi.org/10.1038/msb4100105
  4. Yamashino T., Ito S., Niwa Y. et al. Involvement of Arabidopsis clock-associated pseudo-response regulators in diurnal oscillations of gene expression in the presence of environmental time cues // Plant Cell Physiol. 2008. V. 49(12). P. 1839–1850. https://doi.org/10.1093/pcp/pcn165
  5. Ronald J., Davis S.J. Making the clock tick: The transcriptional landscape of the plant circadian clock // F1000Res. 2017. V. 6(951). https://doi.org/10.12688/f1000research.11319.1
  6. Flis A., Fernández A.P., Zielinski T. et al. Defining the robust behaviour of the plant clock gene circuit with absolute RNA timeseries and open infrastructure // Open Biol. 2015. V. 5(10). https://doi.org/10.1098/rsob.150042
  7. Linde A.M., Eklund D.M., Kubota A. et al. Early evolution of the land plant circadian clock // New Phytol. 2017. V. 216. P. 576–590. https://doi.org/10.1111/nph.14487
  8. Suárez-López P., Wheatley K., Robson F. et al. G. CONSTANS mediates between the circadian clock and the control of flowering in Arabidopsis // Nature. 2001. V. 410(6832). P. 1116–1120. https://doi.org/10.1038/35074138
  9. Sugiyama H., Natsui Y., Hara M. et al. Late flowering phenotype under ultra-short photoperiod (USP) in Arabidopsis thaliana // Plant Biotechnology. 2014. V. 31(1). P. 29–34. https://doi.org/10.5511/plantbiotechnology.13.1104a
  10. Rees H., Joynson R., Brown J.K.M. et al. Naturally occurring circadian rhythm variation associated with clock gene loci in Swedish Arabidopsis accessions // Plant Cell Eniron. 2021. V. 44. P. 807–820. https://doi.org/10.1111/pce.13941
  11. Anwer M.U., Davis A., Davis S.J., Quint M. Photoperiod sensing of the circadian clock is controlled by EARLY FLOWERING 3 and GIGANTEA // Plant J. 2020. V. 101(6). P. 1397–1410. https://doi.org/ 10.1111/tpj.14604
  12. Sawa M., Kay S.A. GIGANTEA directly activates FLOWERING LOCUS T in Arabidopsis thaliana // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2011. V. 108. P. 11698–11703. https://doi.org/10.1073/pnas.1106771108
  13. Salathia N., Davis S.J., Lynn J.R. et al. FLOWERING LOCUS C-dependent and -independent regulation of the circadian clock by the autonomous and vernalization pathways // BMS Plant Biol. 2006. V. 6. № 10. https://doi.org/10.1186/1471-2229-6-10
  14. Nitschke S., Cortleven A., Iven T., Feussner I. et al. Circadian stress regimes affect the circadian clock and cause jasmonic acid-dependent cell death in ctokinin-deficient Arabidopsis plants // Plant Cell. 2016. V. 28(7). P. 1616–1639. https://doi.org/10.1105/tpc.16.00016
  15. Иванов В.И., Касьяненко А.Г., Санина А.В. и др. Краткая характеристика A. thaliana и некоторые сведения о его культивировании, технике скрещиваний и учете изменчивости // Генетика. 1966. Т. 8. № 1. С. 115–120.
  16. Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2–∆∆Ct method // Methods. 2001. V. 25. P. 402–408. https://doi: 10.1006/meth.2001.1262
  17. Квитко К.В., Мюллер А. Новый объект для генетических исследований – Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. // Исследования по генетике. Т. 1. Л.: Изд-во ЛГУ. 1961. С. 79.
  18. Fujiwara S., Oda A., Yoshida R. et al. Circadian clock proteins LHY and CCA1 regulate SVP protein accumulation to control flowering in Arabidopsis // Plant Cell. 2008. V. 20(11). P. 2960–2971. https://doi: 10.1105/tpc.108.061531
  19. Millar J., Carrington J.T., Tee W. et al. Changing planetary rotation rescues the biological clock mutant lhy cca1 of Arabidopsis thaliana // bioRxiv. 2015. https://doi.org/10.1101/034629

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Графическое представление условий выращивания растений при длинном световом дне: (а) – семена посеяны при естественном световом фотопериоде (16L : 8D); свет включался с 6 до 22 ч; 20-дневные растения (Ш20) анализировали. (б) – растения из группы “а” доращивали 10 дней при инвертированном световом режиме (8D : 16L); свет включался с 17 до 9 ч; 30-дневные растения (Ш30) анализировали. (в, г) – семена посеяны в инверти- рованных световых условиях (8D : 16L); 20-дневные (C20) и 30-дневные (С30) растения анализировали.

Скачать (55KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Динамика транскрипционной активности CCA1 у 20-дневных растений A. thaliana популяции Шуйская (Ш20) и Ler при выращивании их в условиях естественного светового фотопериода 16L : 8D (свет включался в 6 ч). Примечание. Здесь и на рисунках 3 и 4: по оси X – время суток в часах; по оси Y – относительный уровень транскриптов CCA1.

Скачать (67KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Динамика транскрипционной активности CCA1 у растений A. thaliana популяции Шуйская при выращивании их в условиях инвертированного светового режима 8D : 16L (свет включался в 17 ч). а – 30-дневные растения только последние 10 дней росли в инвертированных световых условиях (Ш30); б и в – 20-дневные (С20) и 30-дневные (С30) растения, постоянно выращиваемые при инвертированном световом режиме.

Скачать (162KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Динамика транскрипционной активности CCA1 у растений A. thaliana популяции Шуйская при выращивании их в условиях инвертированного светового режима 8D : 16L (свет продолжается с 17 ч до 9 ч утра). а – растения росли в условиях естественного светового фотопериода (16L : 8D) (Ш20) (данные приведены из рис. 1 для сравнения); б – 30-дневные растения только последние 10 дней росли в инвертированных световых условиях (Ш30); в и г – 20-дневные (С20) и 30-дневные (С30) растения, постоянно выращиваемые при инвертированном световом режиме.

Скачать (198KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024