Влияние азотного и фосфорного стресса на рост и состав жирных кислот микроводоросли VISCHERIA CALAMINARIS (EUSTIGMATOPHYCEAE)

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Исследовано влияние азотного и фосфорного стресса на рост и профиль жирных кислот эустигматофитовой водоросли Vischeria calaminaris (Trzcinska et Pawlik-Skowronska) Kryvenda, Rybalka, Wolf et Friedl. Выделенный из почвы насаждения белой акации штамм MZ–E6 – первая находка Vischeria calaminaris на территории Европейской России. Таксономическая идентификация осуществлялась на основании морфологического анализа и филогенетической реконструкции с использованием нуклеотидных последовательностей гена 18S рРНК. В эксперименте использовали ступенчатое изменение концентраций азота (от 0 до 0.6 г/л) и фосфора (от 0 до 0.3 г/л) в среде BBM. Культивирование штамма MZ–E6 в течение 20 дней продемонстрировало накопление сухой биомассы в диапазоне 3.36–4.48 г/л с максимальным показателем при умеренном ограничении содержания азота (0.15 г/л). Во всех вариантах эксперимента доминантными жирными кислотами были пальмитиновая, пальмитолеиновая, олеиновая и эйкозапентаеновая – на их долю приходилось 84.67–87.02% от суммы жирных кислот. Установлено, что фосфорный стресс приводит к более существенным изменениям состава жирных кислот по сравнению с азотным. Показано, что эффективной стратегией является культивирование штамма Vischeria calaminaris MZ–E6 на среде BBM с концентрацией азота 0.2 г/л и фосфора 0.11 г/л: это позволяет получить достаточные количества биомассы (4.19 г/л) с высоким содержанием насыщенных и полиненасыщенных жирных кислот (более 66% в сумме).

Об авторах

З. В. Кривова

Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук

Email: ye.maltsev@gmail.com
Москва, 127276, Россия

С. Ю. Мальцева

Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук

Email: ye.maltsev@gmail.com
Москва, 127276, Россия

Д. Д. Миннуллин

Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук

Email: ye.maltsev@gmail.com
Москва, 127276, Россия

М. С. Куликовский

Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: ye.maltsev@gmail.com
Москва, 127276, Россия

Е. И. Мальцев

Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук

Email: ye.maltsev@gmail.com
Москва, 127276, Россия

Список литературы

  1. Алексахина Т. И., Штина Э. А. Почвенные водоросли лесных биогеоценозов. М.: Наука, 1984. 150 с.
  2. Егорова И. Н. Эпифитная альгофлора Прибайкалья: видовое разнообразие и экологические особенности. Дис. … канд. биол. наук. Улан-Удэ, 2006. 337 с.
  3. Ефремова В. А. Сообщества почвенных водорослей и цианобактерий в экологической оценке городских почв (на примере г. Кирова). Дис. … канд. биол. наук. Киров, 2014. 176 с.
  4. Мальцева І. А. Ґрунтові водорості лісів степової зони України. Мелитополь: Люкс, 2009. 312 с.
  5. Новаковская И. В., Патова Е. Н. Почвенные водоросли еловых лесов и их изменения в условиях аэротехногенного загрязнения. Сыктывкар, 2011. 128 с.
  6. Суханова Н. В. Цианобактериально-водорослевые ценозы почв урбанизированных территорий Южно-Уральского региона. Дис. … док. биол. наук. Уфа, 2016. 326 с.
  7. Abdullin S. R., Nikulin A. Y., Bagmet V. B., Nikulin V. Y., Zharikova E. A., Kiseleva I. V., Gontcharov A. A. Study on syntaxonomic diversity of algal cenoses in soils of the Russian Far East, using an integrative taxonomic approach // Plants 2024. V. 13. Art. 306. https://doi.org/10.3390/plants13020306
  8. Amaral R., Fawley K. P., Němcová Y., Ševčíková T., Lukešová A., Fawley M. W., Santos L. M.A., Eliáš M. Toward modern classification of Eustigmatophytes, including the description of Neomonodaceae fam. nov. and three new genera // J. Phycol. 2020. V. 56. P. 630–648. https://doi.org/10.1111/jpy.12980
  9. Balzano S., Villanueva L., de Bar M., Sahonero Canavesi D. X., Yildiz C., Engelmann J. C., Marechal E., Lupette J., Sinninghe Damstï J. S., Schouten S. Biosynthesis of long chain alkyl diols and long chain alkenols in Nannochloropsis spp. (Eustigmatophyceae) // Plant Cell Physiol. 2019. V. 60. P. 1666–1682. https://doi.org/10.1093/pcp/pcz078
  10. Beauchemin K. A., Ungerfeld E. M., Abdalla A. L., Alvarez C., Arndt C., Becquet P., Benchaar C., Berndt A., Mauricio R. M., McAllister T.A., Oyhantçabal W., Salami S. A., Shalloo L., Sun Y., Tricarico J., Uwizeye A., De Camillis C., Bernoux M., Robinson T., Kebreab E. Invited review: Current enteric methane mitigation options // J. Dairy Sci. 2022. V. 105. P. 9297–9326. https://doi.org/10.3168/jds.2022-22091
  11. Bischoff H. W., Bold H. C. Phycological studies IV. Some soil algae from Enchanted Rock and related algal species. University of Texas Publication 6318, 1963. 95 p.
  12. Darriba D., Taboada G. L., Doallo R., Posada D. jModelTest 2: More models, new heuristics and parallel computing // Nature Meth. 2012. V. 9. Art. 772. https://doi.org/10.1038/nmeth.2109
  13. Drummond A. J., Rambaut A. BEAST: Bayesian evolutionary analysis by sampling trees // BMC Evol. Biol. 2007. V. 7. Art. 214. https://doi.org/10.1186/1471-2148-7-214
  14. Ettl H., Gärtner G. Syllabus der Boden-, Luft- und Flechtenalgen. 2nd Edn. Berlin Heidelberg: Springer Spektrum, 2014. 777 p.
  15. Fawley K. P., Eliáš M., Fawley M. W. The diversity and phylogeny of the commercially important algal class Eustigmatophyceae, including the new clade Goniochloridales // J. Appl. Phycol. 2014. V. 26. P. 1773–1782. https://doi.org/10.1007/s10811-013-0216-z
  16. Fawley M. W., Fawley K. P. Rediscovery of Tetraëdriella subglobosa Pascher, a member of the Eustigmatophyceae // Fottea. 2017. V. 17. P. 96–102. https://doi.org/10.5507/fot.2016.018
  17. Gao B., Xia S., Lei X., Zhang C. Combined effects of different nitrogen sources and levels and light intensities on growth and fatty acid and lipid production of oleaginous eustigmatophycean microalga Eustigmatos cf. polyphem // J. Appl. Phycol. 2018. V. 30. P. 215–229. https://doi.org/10.1007/s10811-017-1180-9
  18. Gruber-Brunhumer M.R., Schöberl A., Zohar E., Koenigsberger S., Bochmann G., Uher B., Lang I., Schagerl M., Fuchs W., Drosg B. Cultivation of the microalga Eustigmatos magnus in different photobioreactor geometries and subsequent anaerobic digestion of pre-treated biomass // Biomass Bioener. 2019. V. 128. Art. 105303. https://doi.org/10.1016/j.biombioe.2019.105303
  19. Katoh K., Toh H. Parallelization of the MAFFT multiple sequence alignment program // Bioinform. 2010. V. 26. P. 1899–1900. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btq224
  20. Kryvenda A., Rybalka N., Wolf M., Friedl T. Species distinctions among closely related strains of Eustigmatophyceae (Stramenopiles) emphasizing ITS2 sequence-structure data: Eustigmatos and Vischeria // Eur. J. Phycol. 2018. V. 53. P. 471–491. https://doi.org/10.1080/09670262.2018.1475015
  21. Krzemińska I., Szymańska M., Ciempiel W., Piasecka A. Auxin supplementation under nitrogen limitation enhanced oleic acid and MUFA content in Eustigmatos calaminaris biomass with potential for biodiesel production // Sci. Rep. 2023. V. 13. Art. 594. https://doi.org/10.1038/s41598-023-27778-y
  22. Kumar S., Stecher G., Tamura K. MEGA7: Molecular evolutionary genetics analysis version 7.0 for bigger datasets // Molec. Biol. Evol. 2016. V. 33. P. 1870–1874. https://doi.org/10.1093/molbev/msw054
  23. Lang I., Hodac L., Friedl T., Feussner I. Fatty acid profiles and their distribution patterns in microalgae: a comprehensive analysis of more than 2000 strains from the SAG culture collection // BMC Pl. Biol. 2011. V. 11. Art. 124. https://doi.org/10.1186/1471-2229-11-124
  24. Li Z., Ma X., Li A., Zhang C. A novel potential source of β-carotene: Eustigmatos cf. polyphem (Eustigmatophyceae) and pilot β-carotene production in bubble column and flat panel photobioreactors // Bioresour. Technol. 2012. V. 117. P. 257–263.
  25. Maltsev Y. I., Didovich S. V., Maltseva I. A. Seasonal changes in the communities of microorganisms and algae in the litters of tree plantations in the Steppe zone // Euras. Soil Sci. 2017. V. 50. P. 935–942. https://doi.org/10.1134/S1064229317060059
  26. Maltsev Y., Gusev E., Maltseva I., Kulikovskiy M., Namsaraev Z., Petrushkina M., Filimonova A., Sorokin B., Golubeva A., Butaeva G., Khrushchev A., Kuzmin D. Description of a new species of soil algae, Parietochloris grandis sp. nov., and study of its fatty acid profiles under different culturing conditions // Algal Res. 2018. V. 33. P. 358–368. https://doi.org/10.1016/j.algal.2018.06.008
  27. Maltsev Y., Kulikovskiy M., Maltseva S. Nitrogen and phosphorus stress as a tool to induce lipid production in microalgae // Microb. Cell Fact. 2023. V. 22. P. 239. https://doi.org/10.1186/s12934-023-02244-6
  28. Maltsev Y., Maltseva K. Fatty acids of microalgae: diversity and applications // Rev. Environ. Sci. Biotechnol. 2021. V. 20. P. 515–547. https://doi.org/10.1007/s11157-021-09571-3
  29. Maltsev Y. I., Pakhomov A.Ye., Maltseva I. A. Specific features of algal communities in forest litter of forest biogeocenoses of the Steppe zone // Contemp. Probl. Ecol. 2017. V. 10. P. 71–76. https://doi.org/10.1134/S1995425517010085
  30. Maltseva S., Kezlya E., Krivova Z., Gusev E., Kulikovskiy M., Maltsev Y. Phylogeny and fatty acid profiles of Aliinostoc vietnamicum sp. nov. (Cyanobacteria) from the soils of Vietnam // J. Phycol. 2022. V. 58. P. 789–803. https://doi.org/10.1111/jpy.13283
  31. Nakada T., Shinkawa H. Ito T., Tomita M. Recharacterization of Chlamydomonas reinhardtii and its relatives with new isolates from Japan // J. Plant Res. 2010. V. 123. P. 67–78. https://doi.org/10.1007/s10265-009-0266-0
  32. Patova E., Novakovskaya I., Gusev E., Martynenko N. Diversity of Cyanobacteria and algae in biological soil crusts of the Northern Ural Mountain region assessed through morphological and metabarcoding approaches // Diversity. 2023. V. 15. Art. 1080. https://doi.org/10.3390/d15101080
  33. Pitschmann H. Zwei neue Heterokonten (Pleurochloris polyphem und Heterococcus clavatus) aus Böden der alpinen Stufe des Mt. Kenya // Österr. Bot. Z. 1969. V. 116. P. 486–491.
  34. Redkina V. V., Shalygina R. R. Algae and cyanobacteria in soils polluted with heavy metals (Northwest Russia, Murmansk region) // Czech Polar Rep. 2021. V. 11. P. 279–290. http://dx.doi.org/10.5817/CPR2021-2-19
  35. Remias D., Nicoletti C., Krennhuber K., Möderndorfer B., Nedbalová L., Procházková L. Growth, fatty, and amino acid profiles of the soil alga Vischeria sp. E71.10 (Eustigmatophyceae) under different cultivation conditions // Folia Microbiol. 2020. V. 65. P. 1017–1023. https://doi.org/10.1007/s12223-020-00810-8
  36. Řezanka T., Lukavský J., Nedbalová L., Sigler K. Effect of nitrogen and phosphorus starvation on the polyunsaturated triacylglycerol composition, including positional isomer distribution, in the alga Trachydiscus minutus // Phytochemistry 2011. V. 72. P. 2342–2351. https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2011.08.017
  37. Safafar H., Hass M. Z., Møller P., Holdt S. L., Jacobsen C. High-EPA biomass from Nannochloropsis salina cultivated in a flat-panel photo-bioreactor on a process water-enriched growth medium // Marine Drugs. 2016. V. 14. Art. 144. https://doi.org/10.3390/md14080144
  38. She Y., Gao X., Jing X., Wang J., Dong Y., Cui J., Xue H., Li Z., Zhu D. Effects of nitrogen source and NaCl stress on oil production in Vischeria sp. WL1 (Eustigmatophyceae) isolated from dryland biological soil crusts in China // J. Appl. Phycol. 2022. V. 34. P. 1281–1291. https://doi.org/10.1007/s10811-022-02720-3
  39. Sinetova M. A., Sidorov R. A., Medvedeva A. A., Starikov A. Y., Markelova A. G., Allakhverdiev S. I., Los D. A. Effect of salt stress on physiological parameters of microalgae Vischeria punctata strain IPPAS H-242, a superproducer of eicosapentaenoic acid // J. Biotechnol. 2021. V. 331. P. 63–73. https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2021.03.001
  40. Stamatakis A., Hoover P., Rougemont J. A Rapid Bootstrap Algorithm for the RAxML Web Servers // System. Biol. 2008. V. 57. P. 758–771. https://doi.org/10.1080/10635150802429642
  41. Tamburic B., Guruprasad S., Radford D. T., Szabó M., Lilley R. M., Larkum A. W.D., Franklin J. B., Kramer D. M., Blackburn S. I., Raven J. A., Schliep M., Ralph P. J. The effect of diel temperature and light cycles on the growth of Nannochloropsis oculata in a photobioreactor matrix // PLoS One. 2014. V. 9. Art. e86047. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0086047
  42. Trzcińska M., Pawlik–Skowrońska B., Krokowski D., Watanabe S. Genetic and morphological characteristics of two ecotypes of Eustigmatos calaminaris sp. nov. (Eustigmatophyceae) inhabiting Zn- and Pb-loaded calamine mine spoils // Fottea (Olomouc). 2014. V. 14. P. 1–13. https://doi.org/10.5507/fot.2014.001
  43. Wang F., Gao B., Huang L., Su M., Dai C., Zhang C. Evaluation of oleaginous eustigmatophycean microalgae as potential biorefinery feedstock for the production of palmitoleic acid and biodiesel // Bioresour. Technol. 2018. V. 270. P. 30–37. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2018.09.016
  44. Xu J., Li T., Li C. L., Zhu S. N., Wang Z. M., Zeng E. Y. Lipid accumulation and eicosapentaenoic acid distribution in response to nitrogen limitation in microalga Eustigmatos vischeri JHsu-01 (Eustigmatophyceae) // Algal Res. 2020. V. 48. Art. 101910. https://doi.org/10.1016/J.ALGAL.2020.101910
  45. Yakoviichuk A., Krivova Z., Maltseva S., Kochubey A., Kulikovskiy M., Maltsev Y. Antioxidant status and biotechnological potential of new Vischeria vischeri (Eustigmatophyceae) soil strains in enrichment cultures // Antioxidants. 2023. V. 12. Art. 654. https://doi.org/10.3390/antiox12030654

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2025