Нарушение сборки полноценных виментиновых филаментов подавляет процесс образования и созревания фокальных контактов и приводит к изменению типа клеточных протрузий

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Клеточная миграция во многом определяется типом протрузий, которые образует клетка. Мезенхимальная миграция осуществляется за счёт образования ламеллиподий и/или филоподий, а основой амебоидной миграции являются мембранные блебы. Изменение условий миграции может приводить к смене характера клеточного движения, например, ингибирование Arp2/3-зависимой полимеризации актина ингибитором СК-666 вызывает переход от мезенхимального движения к амебоидному. Способность клеток переключаться с одного типа движения на другой называется пластичностью миграции. Клеточные механизмы, регулирующие миграционную пластичность, изучены плохо. Одним из факторов, определяющих возможность миграционной пластичности, может быть наличие и организация виментиновых промежуточных филаментов (ВПФ). Чтобы ответить на вопрос, влияет ли организация ВПФ на способность фибробластов формировать мембранные блебы, мы использовали крысиные эмбриональные фибробласты REF52 с нормальной организацией ВПФ, с нокаутом ВПФ (REF–/–) и с мутацией, ингибирующей сборку полноценных ВПФ (REF117). Образование блебов вызывали обработкой клеток СК-666. Нокаут виментина не приводил к статистически значимому увеличению количества клеток, образующих блебы. Среди фибробластов с виментином в виде коротких фрагментов существенно возрастало количество клеток с блебами как в контрольной культуре, так и под действием СК-666. Нарушение организации ВПФ не вызывало изменения микротрубочек или фосфорилирования малой цепи миозина, но приводило к значительному изменению фокальных контактов (ФК). Наиболее заметное и статистически достоверное уменьшение размеров и количества ФК наблюдалось в клетках REF117. Мы считаем, что регуляция мембранного блеббинга ВПФ опосредуется их действием на систему ФК. При культивировании фибробластов с различной организацией ВПФ в трёхмерном коллагеновом геле было показано, что организация ВПФ определяет характер образуемых клеткой протрузий, что, в свою очередь, определяет характер движения клеток.  Показана новая роль ВПФ как регулятора мембранного блеббинга, характеризующего переход к амебоидному движению.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. О. Жолудева

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России

Email: tonya_alex@yahoo.com
Россия, 115478 Москва

Н. С. Потапов

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: tonya_alex@yahoo.com

биологический факультет

Россия, 119234 Москва

Е. А. Козлова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: tonya_alex@yahoo.com

биологический факультет

Россия, 119234 Москва

М. Е. Ломакина

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России

Email: tonya_alex@yahoo.com
Россия, 115478 Москва

А. Ю. Александрова

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России

Автор, ответственный за переписку.
Email: tonya_alex@yahoo.com
Россия, 115478 Москва

Список литературы

  1. Petrie, R. J., and Yamada, K. M. (2012) At the leading edge of three-dimensional cell migration, J. Cell Sci., 125, 5917-5926, doi: 10.1242/jcs.093732.
  2. Pollard, T. D., and Borisy, G. G. (2003) Cellular motility driven by assembly and disassembly of actin filaments, Cell, 112, 453-465, doi: 10.1016/s0092-8674(03)00120-x.
  3. Charras, G. T., Hu, C. K., Coughlin, M., and Mitchison, T. J. (2006) Reassembly of contractile actin cortex in cell blebs, J. Cell Biol., 175, 477-490, doi: 10.1083/jcb.200602085.
  4. Charras, G. T., Coughlin, M., Mitchison, T. J., and Mahadevan, L. (2008) Life and times of a cellular bleb, Biophys. J., 94, 1836-1853, doi: 10.1529/biophysj.107.113605.
  5. Chikina, A. S., Svitkina, T. M., and Alexandrova, A. Y. (2019) Time-resolved ultrastructure of the cortical actin cytoskeleton in dynamic membrane blebs, J. Cell Biol., 218, 445-454, doi: 10.1083/jcb.201806075.
  6. Laster, S. M., and Mackenzie, J. M. (1996) Bleb formation and F-actin distribution during mitosis and tumor necrosis factor-induced apoptosis, Microsc. Res. Tech., 34, 272-280, doi: 10.1002/(SICI)1097-0029(19960615)34:3 <272::AID-JEMT10>3.0.CO;2-J.
  7. Charras, G., and Paluch, E. (2008) Blebs lead the way: how to migrate without lamellipodia, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 9, 730-736, doi: 10.1038/nrm2453.
  8. Fackler, O. T., and Grosse, R. (2008) Cell motility through plasma membrane blebbing, J. Cell Biol., 181, 879-884, doi: 10.1083/jcb.200802081.
  9. Paluch, E. K., and Raz, E. (2013) The role and regulation of blebs in cell migration, Curr. Opin. Cell Biol., 25, 582-590, doi: 10.1016/j.ceb.2013.05.005.
  10. Taddei, M. L., Giannoni, E., Morandi, A., Ippolito, L., Ramazzotti, M., et al. (2014) Mesenchymal to amoeboid transition is associated with stem-like features of melanoma cells, Cell Commun. Signal., 12, 24, doi: 10.1186/ 1478-811X-12-24.
  11. Friedl, P., and Alexander, S. (2011) Cancer invasion and the microenvironment: plasticity and reciprocity, Cell, 147, 992-1009, doi: 10.1016/j.cell.2011.11.016.
  12. Friedl, P., and Wolf, K. (2010) Plasticity of cell migration: a multiscale tuning model, J. Cell Biol., 188, 11-19, doi: 10.1083/jcb.200909003.
  13. Balzer, E. M., Tong, Z., Paul, C. D., Hung, W. C., Stroka, K. M., et al. (2012) Physical confinement alters tumor cell adhesion and migration phenotypes, FASEB J., 26, 4045-4056, doi: 10.1096/fj.12-211441.
  14. Holle, A. W., Govindan Kutty Devi, N., Clar, K., Fan, A., Saif, T., et al. (2019) Cancer cells invade confined microchannels via a self-directed mesenchymal-to-amoeboid transition, Nano Lett., 10, 2280-2290, doi: 10.1021/acs.nanolett.8b04720.
  15. Paul, C., Mistriotis, P., and Konstantopoulos, K. (2017) Cancer cell motility: lessons from migration in confined spaces, Nat. Rev. Cancer, 17, 131-140, doi: 10.1038/nrc.2016.123.
  16. Liu, Y. J., Le Berre, M., Lautenschlaeger, F., Maiuri, P., Callan-Jones, A., et al. (2015) Confinement and low adhesion induce fast amoeboid migration of slow mesenchymal cells, Cell, 160, 659-672, doi: 10.1016/j.cell.2015.01.007.
  17. Paluch, E., Piel, M., Prost, J., Bornens, M., and Sykes, C. (2005) Cortical actomyosin breakage triggers shape oscillations in cells and cell fragments, Biophys. J., 89, 724-733, doi: 10.1529/biophysj.105.060590.
  18. Diz-Munoz, A., Krieg, M., Bergert, M., Ibarlucea-Benitez, I., Muller, D. J., et al. (2010) Control of directed cell migration in vivo by membrane-to cortex attachment, PLoS Biol., 8, e1000544, doi: 10.1371/journal.pbio.1000544.
  19. Chikina, A. S., Rubtsova, S. N., Lomakina, M. E., Potashnikova, D. M., Vorobjev, I. A., and Alexandrova, A. Y. (2019) Transition from mesenchymal to bleb-based motility is predominantly exhibited by CD133-positive subpopulation of fibrosarcoma cells, Biol. Cell, 111, 245-261, doi: 10.1111/boc.201800078.
  20. Seetharaman, S., and Etienne-Manneville, S. (2020) Cytoskeletal crosstalk in cell migration, Trends Cell Biol., 30, 720-735, doi: 10.1016/j.tcb.2020.06.004.
  21. Kaverina, I., and Straube, A. (2011) Regulation of cell migration by dynamic microtubules, Semin. Cell Dev. Biol., 22, 968-974, doi: 10.1016/j.semcdb.2011.09.017.
  22. Garcin, C., and Straube, A. (2019) Microtubules in cell migration, Essays Biochem., 63, 509-520, doi: 10.1042/EBC20190016.
  23. Vakhrusheva, A., Endzhievskaya, S., Zhuikov, V., Nekrasova, T., Parshina, E., et al. (2019) The role of vimentin in directional migration of rat fibroblasts, Cytoskeleton (Hoboken), 76, 467-476, doi: 10.1002/cm.21572.
  24. Sivagurunathan, S., Vahabikashi, A., Yang, H., Zhang, J., Vazquez, K., et al. (2022) Expression of vimentin alters cell mechanics, cell-cell adhesion, and gene expression profiles suggesting the induction of a hybrid EMT in human mammary epithelial cells, Front. Cell Dev. Biol., 10, 929495, doi: 10.3389/fcell.2022.929495.
  25. Leube, R. E., Moch, M., and Windoffer, R. (2015) Intermediate filaments and the regulation of focal adhesion, Curr. Opin. Cell Biol., 32, 13-20, doi: 10.1016/j.ceb.2014.09.011.
  26. Zeisberg, M., and Neilson, E. G. (2009) Biomarkers for epithelial-mesenchymal transitions, J. Clin. Invest., 119, 1429-1437, doi: 10.1172/JCI36183.
  27. Mendez, M. G., Kojima, S.-I., and Goldman, R. D. (2010) Vimentin induces changes in cell shape, motility, and adhesion during the epithelial to mesenchymal transition, FASEB J., 24, 1838-1851, doi: 10.1096/fj.09-151639.
  28. Gregor, M., Osmanagic-Myers, S., Burgstaller, G., Wolfram, M., Fischer, I., et al. (2014) Mechanosensing through focal adhesion-anchored intermediate filaments, FASEB J., 28, 715-729, doi: 10.1096/fj.13-231829.
  29. Schoumacher, M., Goldman, R. D., Louvard, D., and Vignjevic, D. M. (2010) Actin, microtubules, and vimentin intermediate filaments cooperate for elongation of invadopodia, J. Cell Biol., 189, 541-556, doi: 10.1083/jcb.200909113.
  30. Lahat, G., Zhu, Q. S., Huang, K. L., Wang, S. Z., Bolshakov, S., et al. (2010) Vimentin is a novel anti-cancer therapeutic target; insights from in vitro and in vivo micexenograft studies, PLoS One, 5, e1010, doi: 10.1371/journal.pone.0214006.
  31. Strouhalova, K., Přechová, M., Gandalovičová, A., Brábek, J., Gregor, M., and Rosel, D. (2020) Vimentin intermediate filaments as potential target for cancer treatment, Cancers, 12, 184, doi: 10.3390/cancers12010184.
  32. Bergert, M., Erzberger, A., Desai, R. A., Aspalter, I. M., Oates, A. C., et al. (2015) Force transmission during adhesion-independent migration, Nat. Cell Biol., 17, 524-529, doi: 10.1038/ncb3134.
  33. Lavenus, S. B., Tudor, S. M., Ullo, M. F., Vosatka, K. W., and Logue, J. S. (2020) A flexible network of vimentin intermediate filaments promotes migration of amoeboid cancer cells through confined environments, J. Biol. Chem., 295, 6700-6709, doi: 10.1074/jbc.RA119.011537.
  34. Adams, G., Jr., López, M. P., Cartagena-Rivera, A. X., and Waterman, C. M. (2021) Survey of cancer cell anatomy in nonadhesive confinement reveals a role for filamin-A and fascin-1 in leader bleb-based migration, Mol. Biol. Cell, 32, 1772-1791, doi: 10.1091/mbc.E21-04-0174.
  35. Robert, A., Hookway, C., and Gelfand, V. I. (2016) Intermediate filament dynamics: What we can see now and why it matters, Bioessays, 3, 232-243, doi: 10.1002/bies.201500142.
  36. Mücke, N., Wedig, T., Bürer, A., Marekov, L. N., Steinert, P. M., et al. (2004) Molecular and biophysical characterization of assembly-starter units of human vimentin, J. Mol. Biol., 340, 97-114, doi: 10.1016/j.jmb.2004.04.039.
  37. Terriac, E., Coceano, G., Mavajian, Z., Hageman, T., Christ, A., et al. (2017) Vimentin levels and serine 71 phosphorylation in the control of cell-matrix adhesions, migration speed, and shape of transformed human fibroblasts, Cell, 6, 2, doi: 10.3390/cells6010002.
  38. Herrmann, H., and Aebi, U. (2016) Intermediate filaments: structure and assembly, Cold Spring Harb. Perspect. Biol., 8, a018242, doi: 10.1101/cshperspect.a018242.
  39. Beckham, Y., Vasquez, R. J., Stricker, J., Sayegh, K., Campillo, C., et al. (2014) Arp2/3 inhibition induces amoeboid-like protrusions in MCF10A epithelial cells by reduced cytoskeletal-membrane coupling and focal adhesion assembly, PLoS One, 9, e100943, doi: 10.1371/journal.pone.0100943.
  40. Meier, M., Padilla, G. P., Herrmann, H., Wedig, T., Hergt, M., et al. (2009) Vimentin coil 1A-A molecular switch involved in the initiation of filament elongation, J. Mol. Biol., 390, 245-261, doi: 10.1016/j.jmb.2009.04.067.
  41. Pletjushkina, O. J., Rajfur, Z., Pomorski, P., Oliver, T. N., Vasiliev, J. M., et al. (2001) Induction of cortical oscillations in spreading cells by depolymerization of microtubules, Cell Motil. Cytoskeleton, 48, 235-244, doi: 10.1002/cm.1012.
  42. Kanthou, C., and Tozer, G. M. (2002) The tumor vascular targeting agent combretastatin A-4-phosphate induces reorganization of the actin cytoskeleton and early membrane blebbing in human endothelial cells, Blood, 99, 2060-2069, doi: 10.1182/blood.v99.6.2060.
  43. Charras, G. T., Yarrow, J. C., Horton, M. A., Mahadevan, L., and Mitchison, T. J. (2005) Non-equilibration of hydrostatic pressure in blebbing cells, Nature, 435, 365-369, doi: 10.1038/nature03550.
  44. Bershadsky, A. D., Tint, I. S., and Svitkina, T. M. (1987) Association of intermediate filaments with vinculin-containing adhesion plaques of fibroblasts, Cell Motil. Cytoskeleton, 8, 274-283, doi: 10.1002/cm.970080308.
  45. Petrie, R. J., Gavara, N., Chadwick, R. S., and Yamada, K. M. (2012) Nonpolarized signaling reveals two distinct modes of 3D cell migration, J. Cell Biol., 197, 439-455, doi: 10.1083/jcb.201201124.
  46. Helfand, B. T., Mendez, M. G., Murthy, S. N., Shumaker, D. K., Grin, B., et al. (2011) Vimentin organization modulates the formation of lamellipodia, Mol. Biol. Cell, 22, 1274-1289, doi: 10.1091/mbc.E10-08-0699.
  47. Nobes, C. D., and Hall, A. (1995) Rho, rac, and cdc42 GTPases regulate the assembly of multimolecular focal complexes associated with actin stress fibers, lamellipodia, and filopodia, Cell, 81, 53-62, doi: 10.1016/0092-8674(95)90370-4.
  48. Lowery, J., Kuczmarski, E. R., Herrmann, H., and Goldman, R. D. (2015) Intermediate filaments play a pivotal role in regulating cell architecture and function, J. Biol. Chem., 290, 17145-17153, doi: 10.1074/jbc.R115.640359.
  49. Liu, C. Y., Lin, H. H., Tang, M. J., and Wang, Y. K. (2015) Vimentin contributes to epithelial-mesenchymal transition cancer cell mechanics by mediating cytoskeletal organization and focal adhesion maturation, Oncotarget, 6, 15966-15983, doi: 10.18632/oncotarget.3862.
  50. Venu, A. P., Modi, M., Aryal, U., Tcarenkova, E., Jiu, Y., et al. (2022) Vimentin supports directional cell migration by controlling focal adhesions, bioRxiv, doi: 10.1101/2022.10.02.510295.
  51. Bergert, M., Chandradoss, S. D., Desai, R. A., and Paluch, E. (2012) Cell mechanics control rapid transitions between blebs and lamellipodia during migration, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 109, 14434-14439, doi: 10.1073/pnas.1207968109.
  52. Yasuda-Yamahara, M., Rogg, M., Frimmel, J., Trachte, P., Helmstaedter, M., et al. (2018) FERMT2 links cortical actin structures, plasma membrane tension and focal adhesion function to stabilize podocyte morphology, Matrix Biol., 68-69, 263-279, doi: 10.1016/j.matbio.2018.01.003.
  53. Petrie, R. J., Harlin, H. M., Korsak, L. I., and Yamada, K. M. (2017) Activating the nuclear piston mechanism of 3D migration in tumor cells, J. Cell Biol., 216, 93-100, doi: 10.1083/jcb.201605097.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Цитоскелет фибробластов с разной организацией ВПФ. Иммунофлуоресцентное окрашивание. Верхний ряд – актин (красный) и виментин (зелёный), нижний ряд – микротрубочки. Масштабный отрезок – 10 мкм

Скачать (403KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Различия в способности к мембранному блеббингу у фибробластов с разной организацией ВПФ. а – Морфология контрольных клеток (верхний ряд) и клеток после обработки 200 мкМ СК-666 в течение 1 ч (нижний ряд). DIC-Микроскопия, масштабный отрезок 20 мкм. Клетки с мембранным блеббингом обозначены белыми стрелками. На врезках большое увеличение клеток с блебами, выделенных на рисунке пунктирным квадратом. б – Точечная диаграмма, иллюстрирующая площадь клеток REF52, REF–/–, REF117, распластанных на субстрате, представлены средние значения со стандартными отклонениями. Представлены результаты 4 экспериментов, статистическая обработка выполнена с помощью программы GraphPad Prism, критерий Краскелла–Уоллиса (с апостериорным тестом Данна): *** p < 0,001, **** p < 0,0001, ns – статистически незначимые изменения, N = 60 клеток для каждой группы. в – Доля клеток, образующих блебы в культурах до и после обработки СК-666. Для статистического анализа использовали дисперсионный анализ ANOVA: *** p < 0,001, **** p < 0,0001, ns – статистически незначимые изменения, N = 30 полей зрения для каждой группы

Скачать (531KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Экспрессия MLC; pMLC и различия в системе ФК у фибробластов с разной организацией виментина. а – Репрезентативный Вестерн-блот, регистрирующий изменения экспрессии виментина, лёгкой цепи миозина (MLC), фосфорилированной лёгкой цепи миозина (pMLC). Для контроля нанесения белков использован гамма-тубулин. б – Морфология ФК у клеток исследуемых культур, иммунофлуоресцентное окрашивание антителами к винкулину. Масштабный отрезок 20 мкм. в – Вестерн-блот, демонстрирующий экспрессию винкулина в трёх культурах, актин использован для контроля нанесения белков, денситометрия выполнена на основе анализа 4-х экспериментов. г – Диаграммы, иллюстрирующие изменение размеров (левая) и количества (правая) ФК в исследованных культурах. Диаграмма показывает 90%-ный интервал значений площадей и количества индивидуальных контактов на клетку. Статистическая обработка выполнена с помощью программы GraphPad Prism. Для проверки статистической достоверности в различиях площади ФК в трёх культурах REF использовался критерий Краскела–Уоллиса (с апостериорным тестом Данна): *** p < 0,001, **** p < 0,0001, ns – статистически незначимые изменения, N ≥ 1004 контактов

Скачать (311KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Разнообразие протрузий, образуемых клетками с разной организацией ВПФ в трёхмерном коллагеновом геле. а – Морфология образованных протрузий, отмечено время от начала съёмки для каждого выбранного кадра, масштабный отрезок 40 мкм; б – треки движения клеток с разной организацией ВПФ в трёхмерном коллагеновом геле

Скачать (371KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024