Applied Biochemistry and MicrobiologyApplied Biochemistry and MicrobiologyПрикладная биохимия и микробиология0555-10993034-574XThe Russian Academy of Sciences68932910.31857/S0555109925030046FNQOJFArticlesСтатьиResearch ArticleOptimization of 1,3-butanediol biosynthesis from glucose through the inverted fatty acid β-oxidation pathway by recombinant Escherichia coli strainsОптимизация биосинтеза 1,3-бутандиола из глюкозы по обращенному пути β-окисления жирных кислот рекомбинатными штаммами Escherichia coliGulevichA. Y.ГулевичА. Ю.
Russian Federation
andrey.gulevich@gmail.comSkorokhodovaA. Y.СкороходоваА. Ю.
Russian Federation
andrey.gulevich@gmail.comDebabovV. G.ДебабовВ. Г.
Russian Federation
andrey.gulevich@gmail.comFederal Research Centre “Fundamentals of Biotechnology” of the Russian Academy of SciencesФедеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук040920256132602681508202515082025Copyright ©; 2025, Russian Academy of SciencesCopyright ©; 2025, Российская академия наук2025Russian Academy of SciencesРоссийская академия наукhttps://cardiosomatics.ru/0555-1099/article/view/689329

In derivatives of Escherichia coli strain MG1655 ∆ackA-pta, ∆poxB, ∆ldhA, ∆adhE, devoid of mixed-acid fermentation pathways, the expression of native L-1, 2-propanediol oxidoreductase and NADPH-dependent aldehyde reductase genes, fucO and yqhD, was enhanced, and Clostridium saccharoperbutylacetonicum butyraldehyde dehydrogenase gene, bld, was expressed. The ability to biosynthesize 1,3-butanediol from glucose resulting from functional reversal of fatty acid β-oxidation was ensured in the recombinants due to the increased expression of the atoB and fadB genes encoding acetyl-CoA C-acetyltransferase and bifunctional (S)-3-hydroxyacyl-CoA dehydrogenase/enoyl-CoA hydratase. Anaerobic substrate to target product conversion of 0.2 mol/mol was achieved with ~4 mM 1,3-butanediol accumulation. When the intracellular availability of NADH equivalents was increased due to constitutive expression of genes of pyruvate dehydrogenase complex, aceEF-lpdA, the conversion of glucose to 1,3-butanediol increased up to ~0.3 mol/mol with accumulation of the target product at the level of ~7 mM. Enhanced expression of the membrane-bound transhydrogenase genes, pntAB, led to the synthesis of 9.5 mM 1,3-butanediol by the yqhD-overexpressing strain with a yield of 0.4 mol/mol.

В производных штамма Escherichia coli MG1655 ∆ackA-pta, ∆poxB, ∆ldhA, ∆adhE, лишенного путей смешанно-кислотного брожения, усилена экспрессия нативных генов L-1,2-пропандиол-оксидоредуктазы и НАДФН-зависимой альдегид-редуктазы, fucO и yqhD, и экспрессирован ген бутиральдегид-дегидрогеназы Clostridium saccharoperbutylacetonicum, bld. Способность к биосинтезу 1,3-бутандиола из глюкозы, в результате функционального обращения β-окисления жирных кислот, придана рекомбинантам за счет повышенной экспрессии генов atoB и fadB, кодирующих ацетил-КоА С-ацетилтрансферазу и бифункциональную (S)-3-гидроксиацил-КоА-дегидрогеназу/еноил-КоА-гидратазу. Достигнута анаэробная конверсия субстрата в целевой продукт на уровне 0.2 моль/моль при накоплении ~4 мМ 1,3-бутандиола. При повышении внутриклеточной доступности НАДН эквивалентов, за счет конститутивной экспрессии генов пируватдегидрогеназного комплекса, aceEF-lpdA, конверсия глюкозы в 1,3-бутандиол возрастала до ~0.3 моль/моль при накоплении целевого продукта на уровне ~7 мМ. Усиление экспрессии генов мембранно-связанной трансгидрогеназы, pntAB, обеспечило синтез 9.5 мМ 1,3-бутандиола штаммом с повышенной экспрессией yqhD с коэффициентом конверсии 0.4 моль/моль.

Escherichia coli13-butanediolfatty acid β-oxidationmetabolic engineeringNADHNADPH13-бутандиолb-окисление жирных кислотEscherichia coliНАДННАДФНметаболическая инженерияРоссийский научный фондRussian Science Foundation22-14-00040Matsuyama A., Yamamoto H., Kawada N., Kobayashi Y. // J. Mol. Catal. B: Enzym. 2001. V. 11. № 4–6. P. 513–521.Kataoka N., Vangnai A.S., Tajima T., Nakashimada Y., Kato J. // J. Biosci. Bioeng. 2013. V. 115. № 5. P. 475–480.Sun D., Li Y., Yang C., Su J., Yamada Y., Sato S. // Fuel. Process. Technol. 2020. V. 197. 106193. https://doi: 10.1016/j.fuproc.2019.106193Patel R.N. // Stereoselective Biocatalysis, N.Y.: Marcel Dekker, Inc., 2000. 932 p.Boaz N.W., Ponasik J.A., Large S.E. // Tetrahedron Lett. 2006. V. 47. № 24. P. 4033–4035.Yoo J.I., Sohn Y.J., Son J., Jo S.Y., Pyo J., Park S.K., et al. // Biotechnol. J. 2022. V. 17. № 3. e2000451. https://doi: 10.1002/biot.202000451Nemr K., Müller J.E.N., Joo J.C., Gawand P., Choudhary R., Mendonca B., et al. // Metab. Eng. 2018. V. 48. P. 13–24.Kim T., Stogios P.J., Khusnutdinova A.N., Nemr K., Skarina T., Flick R. et al. // J. Biol. Chem. 2020. V. 295. № 2. P. 597–609.Liu Y., Cen X., Liu D., Chen Z. // ACS Synth. Biol. 2021. V. 10. № 8. P. 1946–1955.Islam T., Nguyen-Vo T.P., Gaur V.K., Lee J., Park S. // Bioresour. Technol. 2023. V. 76. 128911. https://doi: 10.1016/j.biortech.2023.128911Гулевич А.Ю., Скороходова А.Ю., Стасенко А.А., Шакулов Р.С., Дебабов В.Г. // Прикл. биохимия и микробиология. 2016. Т. 52. № 1. С. 21–29.Гулевич А.Ю., Скороходова А.Ю., Дебабов В.Г. // Биотехнология. 2019. Т. 35. № 5. С. 12–19.Гулевич А.Ю., Скороходова А.Ю., Моржакова А.А., Антонова С.В., Сухоженко А.В., Шакулов Р.С., Дебабов В.Г. // Прикл. биохимия и микробиология. 2012. Т. 48. № 4. С. 383–388.Sambrook J., Fritsch E., Maniatis T. // Molecular Cloning: a Laboratory Manual, 2 nd Ed., N.Y.: Cold Spring Harbor Lab. Press, 1989. 1659 р.Гулевич А.Ю., Скороходова А.Ю., Дебабов В.Г. // Прикл. биохимия и микробиология. 2021. Т. 57. № 2. С. 117–126.Datsenko K.A., Wanner B.L. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. № 12. Р. 6640–6645.Каташкина Ж.И., Скороходова А.Ю., Зименков Д.В., Гулевич А.Ю., Минаева Н.И., Дорошенко В.Г. и др. // Молекулярная биология. 2005. Т. 39. № 5. С. 823–831.Гулевич А.Ю., Скороходова А.Ю., Ермишев В.Ю., Крылов А.А., Минаева Н.И., Полонская З.М. и др. // Молекулярная биология. 2009. Т. 43. № 3. С. 547–557.Gulevich A.Y., Skorokhodova A.Y., Sukhozhenko A.V., Shakulov R.S., Debabov V.G. // Biotechnol. Lett. 2012. V. 34. № 3. P. 463–469.Clomburg J.M., Vick J.E., Blankschien M.D., Rodríguez-Moyá M., Gonzalez R. // ACS Synth. Biol. 2012. V. 1. P. 541–554.Zhuang Z., Song F., Zhao H., Li L., Cao J., Eisenstein E. et al. // Biochemistry. 2008. V. 47. № 9. P. 2789–2796.Chen M., Ma X., Chen X., Jiang M., Song H., Guo Z. // J. Bacteriol. 2013. V. 195. № 12. P. 2768–2775.Clark D.P., Cronan J.E. // EcoSal Plus. 2005. V. 1. № 2. https://doi:10.1128/ecosalplus.3.4.4Soini J., Falschlehner C., Liedert C., Bernhardt J., Vuoristo J., Neubauer P. // Microb. Cell. Fact. 2008. V. 7. № 30. https://doi:10.1186/1475-2859-7-30Sauer U., Canonaco F., Heri S., Perrenoud A., Fischer E. // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. № 8. P. 6613–6619.