Изолированные культуры зеленых корней Triticum aestivum L. способны к неограниченному росту на безгормональных питательных средах

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

При культивировании каллусов, полученных из зрелых зародышей яровой мягкой пшеницы (Triticum aestivum L.) сорта Фишт, иногда происходила спонтанная регенерация хлорофилл-содержащих корней зеленого цвета. При изоляции от каллуса эти корни были способны к неограниченному росту на безгормональных питательных средах, подобно культурам волосовидных корней двудольных растений. Обычные корни пшеницы при таких условиях не росли, тогда как зеленые корни продолжали свой рост даже при действии 100 мМ NaCl. В паренхимных клетках зеленых корней пшеницы были обнаружены типичные хлоропласты. В зеленых корнях пшеницы было обнаружено примерно равное количество хлорофиллов а и b, однако их общее содержание было в десятки раз меньше, чем в листьях. Зеленые корни характеризовались большим содержанием пролина и более высокой активностью супероксиддисмутазы, каталазы и пероксидазы, чем обычные корни пшеницы, как в норме, так и при засолении. Зеленые корни могут стать альтернативой волосовидным корням, которые очень трудно получить у злаковых и других однодольных, с целью их использования как в фундаментальных исследованиях, так и в прикладных целях.

Full Text

Restricted Access

About the authors

В. М. Александрова

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук; Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования “Уфимский университет науки и технологий”

Author for correspondence.
Email: alek_vlm@mail.ru

Институт биохимии и генетики

Russian Federation, Уфа; Уфа

Г. Р. Гумерова

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: alek_vlm@mail.ru

Институт биохимии и генетики

Russian Federation, Уфа

Х. Г. Мусин

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: alek_vlm@mail.ru

Институт биохимии и генетики

Russian Federation, Уфа

З. А. Бережнева

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: alek_vlm@mail.ru

Институт биохимии и генетики

Russian Federation, Уфа

А. А. Галимова

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: alek_vlm@mail.ru

Институт биохимии и генетики

Russian Federation, Уфа

Б. Р. Кулуев

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук; Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования “Уфимский университет науки и технологий”

Email: alek_vlm@mail.ru

Институт биохимии и генетики

Russian Federation, Уфа; Уфа

References

  1. Sheeran L., Rasmussen A. Aerial roots elevate indoor plant health: physiological and morphological responses of three high-humidity adapted Araceae species to indoor humidity levels // Plant Cell Environ. 2023. V. 46. P. 1873. https://doi.org/10.1111/pce.14568
  2. Коломейцева Г.Л. Орхидеи и особенности их выращивания. М.: ООО “Фитон XXI”. 2020. 264 с.
  3. Кулуев Б.Р., Артюхин А.Е., Шевченко А.М., Михайлова Е.В. Водяной орех плавающий Trapa L.: биология, ареал распространения и исследование его изолированных популяций в озерах Нуримановского района Республики Башкортостан // Биомика. 2017. Т. 9. № 2. С. 101.
  4. Вдовитченко М.Ю., Кузовкина И.Н. “Искусственные семена” как способ получения экологически чистого лекарственного сырья и сохранения исчезающих видов растений // Вестник Московского университета. Сер. 16. Биология. 2011. № 2. С. 4.
  5. Kobayashi K., Sasaki D., Noguchi K., Fujinuma D., Komatsu H., Kobayashi M., Sato M., Toyooka K., Sugimoto K., Niyogi K.K., Wada H., Masuda T. Photosynthesis of root chloroplasts developed in Arabidopsis lines overexpressing GOLDEN2-LIKE transcription factors // Plant Cell Physiol. 2013. V. 54. P. 1365. https://doi.org/10.1093/pcp/pct086
  6. Kuzovkina I.N., Vdovitchenko M.Y. Genetically transformed roots as a model system for studying physiological and biochemical processes in intact roots // Russ. J. Plant Physiol. 2011. V. 58. P. 941. https://doi.org/10.1134/S1021443711050141
  7. Кулуев Б.Р., Вершинина З.Р., Князев А.В., Чемерис Д.А., Баймиев А.Х., Чумаков М.И., Баймиев А.Х., Чемерис А.В. “Косматые” корни растений – важный инструментарий для исследователей и мощная фитохимбиофабрика для производственников // Биомика. 2015. № 2. С. 70.
  8. Мусин Х.Г., Кулуев Б.Р., Якупова А.Б., Сагитов А.М., Чемерис А.В. Рост культур бородатых корней в колбах и прототипах биореакторов дождевального типа // Естественные и технические науки. 2020. № 4. С. 19.
  9. Mikhaylova E., Artyukhin A., Musin Kh., Panfilova M., Gumerova G., Kuluev B. The first report on the induction of hairy roots in Trapa natans, a unique aquatic plant with photosynthesizing roots // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2021. V. 144. P. 485. https://doi.org/10.1007/s11240-020-01963-7
  10. Skała E., Kicel A., Olszewska M.A., Kiss A.K., Wysokińska H. Establishment of hairy root cultures of Rhaponticum carthamoides (Willd.) Iljin for the production of biomass and caffeic acid derivatives // Biomed Res. Int. 2015. Article ID 181098. https://doi.org/10.1155/2015/181098
  11. Гумерова Г.Р., Галимова А.А., Кулуев Б.Р. Каллусообразование и органогенез мягкой пшеницы с использованием зрелых зародышей в качестве эксплантов // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 2023. Т. 184. № 2. С. 19. https://doi.org/10.30901/2227-8834-2023-2-19-28
  12. Musin Kh.G., Gumerova G.R., Baimukhametova E.A., Kuluev B.R. Growth and stress resistance of tobacco hairy roots with constitutive expression of ARGOS-LIKE gene // Russ. J. Plant Physiol. 2022. V. 69: 92. https://doi.org/10.1134/S1021443722050156
  13. Filin A.N., Ivanov V.B. Effect of 2,4-D on cell proliferation and elongation in the roots of Arabidopsis thaliana // Russ. J. Plant Physiol. 2016. V. 63. P. 166. https://doi.org/10.1134/S1021443716010064
  14. Шлык А.А. Определение хлорофиллов и каротиноидов в экстрактах зеленых листьев / Биохимические методы в физиологии растений / Под ред. О.А. Павлиновой. М. Наука. 1971. С. 154.
  15. Чевари С., Чаба И., Секей И. Роль супероксиддисмутазы в окислительных процессах клетки и метод определения ее в биологических материалах // Лабораторное дело. 1985. № 11. С. 678.
  16. Panchuck I.I. Volkov R.A., Schoff F. Heat stress and heat shock transcription factor-depend expression and activity of ascorbate peroxidase in Arabidopsis // Plant Physiol. 2002. V. 129. P. 838. https://doi.org/10.1104/pp.001362
  17. Taylor N.L., Millar A.H. Oxidative stress and plant mitochondria // Methods Mol. Biol. 2007. V. 372. P. 389. https://doi.org/10.1007/978-1-59745-365-3_28
  18. Khedr A.H.A., Abbas M.A., Abdel W.A.A., Quick W.P., Abogadallah G.M. Proline induces the expression of salt‐stress‐responsive proteins and may improve the adaptation of Pancratium maritimum L. to salt‐stress // J. Exp. Bot. 2003. V. 54. P. 2553. https://doi.org/10.1093/jxb/erg277
  19. Chaouch S., Queval G., Vanderauwera S., Mhamdi A., Vandorpe M., Langlois-Meurinne M., Breusegem F., Saindrenan P., Noctor G. Peroxisomal hydrogen peroxide is coupled to biotic defense responses by ISOCHORISMATE SYNTHASE1 in a daylength-related manner // Plant Physiol. 2010. V. 153. P. 1692. https://doi.org/10.1104/pp.110.153957
  20. Bindschedler L.V., Minibayeva F., Gardner S.L., Gerrish C., Davies D.R., Bolwell G.P. Early signalling events in the apoplastic oxidative burst in suspension cultured French bean cells involve cAMP and Ca2+ // New Phytol. 2001. V. 151. P. 185. https://doi.org/10.1046/j.1469-8137.2001.00170.x
  21. Katuri S.R., Khanna R. Kinetic growth model for hairy root cultures // Math. Biosci. Eng. 2019. V. 16. P. 553. https://doi.org/10.3934/mbe.2019027
  22. Гумерова Г.Р., Кулуев Б.Р., Кагирова А.С., Вершинина З.Р., Чемерис А.В. Биобаллистическая трансформация Triticum aestivum rol-генами Agrobacterium rhizogenes // Биомика. 2017. Т. 9. № 4. C. 317.
  23. Runo S., Macharia S., Alakonya A., Machuka J., Sinha N., Scholes J. Striga parasitizes transgenic hairy roots of Zea mays and provides a tool for studying plant-plant interactions // Plant Methods. 2012. V. 8: 20. https://doi.org/10.1186/1746-4811-8-20
  24. Лиховидова В.А., Газе В.Л., Ионова Е.В. Влияние фотосинтетического пигмента хлорофилла при различной влагообеспеченности на продуктивность растений озимой мягкой пшеницы // Аграрная наука. 2020. T. 340. № 7. С. 86. https://doi.org/10.32634/0869-8155-2020-340-7-86-89
  25. Boardman N.K. Comparative photosynthesis of sun and shade plants // Annu. Rev. Plant Physiol. 1977. V. 28. P. 355.
  26. Osmond C., Lange L., Nobel P. Physiological plant ecology I: responses to the physical environment. Springer-Verlag. 1981. V. 12A. P. 67.
  27. Okuda T., Matsuda Y., Yamanaka A., Sagisaka S. Abrupt increase in the level of hydrogen peroxide in leaves of winter wheat is caused by cold treatment // Plant Physiol. 1991. V. 97. P. 1265. https://doi.org/10.1104/pp.97.3.1265.
  28. Николаевский В.С. Биологические основы газоустойчивости растений. Новосибирск: Наука, 1979. 278 с.
  29. Швец Д.Ю., Бережнева З.А., Мусин Х.Г., Баймухаметова Э.А., Кулуев Б.Р. rol-гены агробактерий: возможные биологические функции // Успехи современной биологии. 2023. Т. 143. № 5. С. 487. https://doi.org/10.31857/S004213242305006X
  30. Cackett L., Luginbuehl L.H., Schreier T.B., Lopez-Juez E., Hibberd J.M. Chloroplast development in green plant tissues: the interplay between light, hormone, and transcriptional regulation // New Phytol. 2022. V. 233. P. 2000. https://doi.org/10.1111/nph.17839
  31. Müller M., Munné-Bosch S. Hormonal impact on photosynthesis and photoprotection in plants // Plant Physiol. 2021. V. 185. P. 1500. https://doi.org/10.1093/plphys/kiaa119

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Fig. 1. Appearance of soft wheat root cultures obtained in vitro: (a) – ordinary roots, (b) – green roots. Scale – 1 cm.

Download (46KB)
Indexing metadata
3. Fig. 2. Length of green wheat roots (lines 1–9) under standard cultivation conditions (a) and with the addition of 100 mM NaCl to the MS medium (b).

Download (55KB)
Indexing metadata
4. Fig 3. Transverse (a, b) and longitudinal (c, d) sections of ordinary (a, c) and green (b, d) roots of common wheat growing in vitro. CC – central cylinder of the root, M – mesophyll parenchyma cells, Chl – root parenchyma cells with chloroplasts, E – exoderm. Magnification ×160. Scale: 50 µm.g.

Download (69KB)
Indexing metadata
5. Fig. 4. Transverse (a, b, c, e, f) and longitudinal (d) sections of bread wheat leaves (a, b), green water chestnut roots (c, d) and green potato tubers (e, f). CC – central cylinder of the root, M – mesophyll parenchyma cells, E – exodermis. Magnification ×160 (a–e), ×320 (f). Scale: 50 µm.

Download (105KB)
Indexing metadata
6. Fig. 5. Content of chlorophylls a and b in green roots of common wheat (lines 1–8).

Download (23KB)
Indexing metadata
7. Fig. 6. Superoxide dismutase activity (a, b) and proline content (c, d) in wheat roots: a, c – under normal conditions (green root lines – 1–1, normal root lines – 12–15); b, d – with the addition of 100 mM NaCl to the MS medium (green root lines – 1–8, normal root lines – 9–17).

Download (57KB)
Indexing metadata
8. Fig. 7. Activity of catalase (a, b) and peroxidase (c, d) in wheat roots: a, c – under normal conditions (green root lines – 1–11, normal root lines – 12–15); b, d – with the addition of 100 mM NaCl to the MS medium (green root lines – 1–8, normal root lines – 9–17).

Download (66KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2024 Russian Academy of Sciences