Накопление полифенолов и нафтохинонов в морфогенных культурах двух видов рода Drosera

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Получена ризогенная культура Drosera capensis L. Методом ВЭЖХ-УФ-МС проведен сравнительный анализ влияния разных методов сушки на показатель выхода индивидуальных полифенолов и 1,4-нафтохинонов ризогенной культуры D. capensis L. с ранее полученной морфогенной длительно-растущей (более 15 лет) культурой D. rotundifolia L. В ризогенной культуре D. capensis L. впервые идентифицировано 6 соединений (мирицетин-3-O-β-глюкопиранозид, россолизид, 3,3'-ди-O-метилэллаговой кислоты 4-О-β-D-гликопиранозид, мирицетин, 3,3'-ди-O-метилэллаговая кислота, плюмбагин).

Об авторах

А. В. Моршнева

Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии ДВО РАН; Дальневосточный федеральный университет

Email: morshneva.av@students.dvfu.ru
Россия, Владивосток; Россия, Владивосток

М. Т. Ханды

Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии ДВО РАН; Дальневосточный федеральный университет

Email: morshneva.av@students.dvfu.ru
Россия, Владивосток; Россия, Владивосток

В. П. Григорчук

Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии ДВО РАН

Email: morshneva.av@students.dvfu.ru
Россия, Владивосток

Г. К. Чернодед

Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии ДВО РАН

Email: morshneva.av@students.dvfu.ru
Россия, Владивосток

Т. Ю. Горпенченко

Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии ДВО РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: morshneva.av@students.dvfu.ru
Россия, Владивосток

Список литературы

  1. Didry N., Dubreuil L., Trotin F., Pinkas M. Antimicrobial activity of aerial parts of Drosera peltata Smith on oral bacteria // J. Ethnopharm. 1998. V. 60. P. 91. https://doi.org/10.1016/S0378-8741(97)00129-3
  2. Crowder A.A., Pearson M.C., Grubb P.J., Langlois P.H. Drosera L. // J. Ecol. 1990. V. 78. P. 233. https://doi.org/10.2307/2261048
  3. Egan P.A., Kooy F. Phytochemistry of the carnivorous sundew genus Drosera (Droseraceae) – future perspectives and ethnopharmacological relevance // Chem. Biodiversity. 2013. V. 10. P. 1774. https://doi.org/10.1002/cbdv.201200359
  4. Kämäräinen T., Uusitalo J., Jalonen J., Laine K., Hohtola A. Regional and habitat differences in 7-methyljuglone content of Finnish Drosera rotundifolia // Phytochem. 2003. V. 63. P. 309. https://doi.org/10.1016/S0031-9422(03)00115-8
  5. Marczak L., Kawiak A., Lojkowska E., Stobieck M. Secondary metabolites in in vitro cultured plants of the genus Drosera // Phytochem. Anal. 2005. V. 16. P. 143. https://doi.org/10.1002/pca.833
  6. Budzianowski J., Skrzypczak L., Kukulczanka K. Phenolic compounds of Drosera intermedia and D. spathulata from in vitro cultures // Acta Hortic. 1993. V. 330. P. 277. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.1993.330.36
  7. Gu J.Q., Graf T.N., Lee D., Chai H.B., Mi Q., Kardono L.B.S., Setyowati F.M., Ismail R., Riswan S., Farnsworth N.R., Cordell G.A., Pezzuto J.M., Swanson S.M., Kroll D.J., Falkinham J.O., et al. Cytotoxic and antimicrobial constituents of the bark of Diospyros maritima collected in two geographical locations in Indonesia // J. Nat. Prod. 2004. V. 67. P. 1156. https://doi.org/10.1021/np040027m
  8. Zehl M., Braunberger C., Conrad J., Crnogorac M., Krasteva S., Vogler B., Beifuss U., Krenn L. Identification and quantification of flavonoids and ellagic acid derivatives in therapeutically important Drosera species by LC-DAD, LC-NMR, NMR, and LC-MS // Anal. Bioanal. Chem. 2011. V. 400. P. 2565. https://doi.org/10.1007/s00216-011-4690-3
  9. Fukushimaa K., Nagai K., Hoshi Y., Masumoto S., Mikami I., Takahashi Y., Oike H., Kobori M. Drosera rotundifolia and Drosera tokaiensis suppress the activation of HMC-1 human mast cells // J. Ethnopharm. 2009. V. 125. P. 90. https://doi.org/10.1016/j.jep.2009.06.009
  10. Sprague-Piercy M.A., Bierma J.C., Crosby M.G. The droserasin 1 PSI: a membrane-interacting antimicrobial peptide from the carnivorous plant Drosera capensis // Biomolec. 2020. V. 10. P. 1069. https://doi.org/10.3390/biom10071069
  11. Sharifi-Rad J., Quispe C., Castillo C.M.S., Caroca R., Lazo-Vélez M.A., Antonyak H., Polishchuk A., Lysiuk R., Oliinyk P., Masi L.D., Bontempo P., Martorell M., Daştan S.D., Rigano D., Wink M. et al. Ellagic acid: a review on its natural sources, chemical stability, and therapeutic potential // Oxid. Med. Cell. Longevity. 2022. V. 2022. P. 24. https://doi.org/10.1155/2022/3848084
  12. Barthlott W., Hostert A., Kier G., Küper W., Kreft H., Mutke J., Rafiqpoor M.D., Sommer J.H. Geographic patterns of vascular plant diversity at continental to global scales // Sitzungsber. Akad. Wiss. Wien, Math.-Naturwiss. Kl., Abt. 1. 2007. V. 61. P. 305. https://doi.org/10.3112/erdkunde.2007.04.01
  13. Baranyai B., Joosten H. Biology, ecology, use, conservation and cultivation of round-leaved sundew (Drosera rotundifolia L.): a review // Mires Peat. 2016. V. 18. P. 1. https://doi.org/10.19189/MaP.2015.OMB.212
  14. Khandy M.T., Chernoded G.K., Grigorchuk V.P., Vereshchagina Yu.V., Morshneva A.V., Gorpenchenko T.Yu. Histological structure and composition of secondary metabolites in cell culture of Drosera rotundifolia L. // Russ. J. Plant Physiol. 2022. V. 69. P. 451. https://doi.org/10.1134/S1021443722050090
  15. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bio assays with Tobacco tissue cultures // Physiol. Plant. 1962. V. 15. P. 473. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
  16. Crouch I.J., Staden J. In vitro propagation of Drosera natalensis // J. S.-Afr. Tydskr. Plantk. 1988. V. 54. P. 94. https://doi.org/10.1016/s0254-6299(16)31368-0
  17. Šamaj J., Blehová A., Repčák M., Ovečka M., Bobák M. Drosera species (Sundew): in vitro culture and the production of plumbagin and other secondary metabolites // Biotechnol. Agric. For. 1999. V. 43. P. 105. https://doi.org/10.1007/978-3-662-08614-8_7
  18. Iantcheva A., Vlahova M., Atanassov A. Investigation of the potential of two wild medicago species – Medicago orbicularis and Medicago arabica for in vitro callusogenesis and direct organogenesis // Biotechnol. Biotechnol. Equip. 2005. V. 19. P. 27. https://doi.org/10.1080/13102818.2005.10817223
  19. Tomilova S.V., Globa E.B., Demidova E.V., Nosov A.M. Secondary metabolism in Taxus spp. plant cell culture in vitro // Russ. J. Plant. Physiol. 2023. V. 70. P. 227. https://doi.org/10.1134/S102144372270008X
  20. Budzianowski J. Naphthoquinones of Drosera spathulata from in vitro cultures // Phytochem. 1995. V. 40. P. 1145. https://doi.org/10.1016/0031-9422(95)00313-V
  21. Kawiak A., Krolicka A., Lojkowska E. Direct regeneration of Drosera from leaf explants and shoot tips, plant cell // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2003. V. 75. P. 175. https://doi.org/10.1023/A:1025023800304
  22. Miclea I., Zăhan M. Propagation of Drosera rotundifolia and Drosera capensis in an in vitro culture system // Bull. Univ. Agric. Sci. Vet. Med. Cluj-Napoca, Anim. Sci. Biotechnol. 2017. V. 74. P. 144. https://doi.org/10.15835/buasvmcn-asb:0018
  23. Batista D.S., Felipe S.H.S., Silva T.D., Castro K.M., Rodrigues T.C.M., Miranda N.A., Ríos-Ríos A.M., Faria D.V., Fortini E.A., Chagas K., Silva G.T., Xavier A., Arencibia A.D., Otoni W.C. Light quality in plant tissue culture: does it matter? // In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 2018. V. 54. P. 195. https://doi.org/10.1007/s11627-018-9902-5
  24. Boonsnongcheep P., Sae-foo W., Banpakoat K., Channaronga S., Chitsaithan S., Uafua P., Putha W., Kerdsiri K., Putalun W. Artificial color light sources and precursor feeding enhance plumbagin production of the carnivorous plants Drosera burmannii and Drosera indica // J. Photochem. Photobiol. B. 2019. V. 199. P. 111628. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2019.111628
  25. Makowski W., Tokarz B., Banasiuk R., Królicka A., Dziurka M., Wojciechowska R., Tokarz K.M. Is a blue – red light a good elicitor of phenolic compounds in the family Droseraceae? A comparative study // J. Photochem. Photobiol. B. 2019. V. 201. P. 111679. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2019.111679
  26. Melzig M.F., Pertz H.H., Krenn L. Anti-inflammatory and spasmolytic activity of extracts from Droserae herba // Phytomedicine. 2001. V. 8. P. 225. https://doi.org/10.1078/0944-7113-00031
  27. Paper D.H., Karall E., Kremser M., Krenn L. Comparison of the antiinflammatory effects of Drosera rotundifolia and Drosera madagascariensis in the HET-CAM assay // Phytother. Res. 2005. V. 19. P. 323. https://doi.org/10.1002/ptr.1666
  28. Tienaho J., Reshamwala D., Karonen M., Silvan N., Korpela L., Marjomäki V., Sarjala T. Field-grown and in vitro propagated round-leaved sundew (Drosera rotundifolia L.) show differences in metabolic profiles and biological activities // Molecules. 2021. V. 26. P. 3581. https://doi.org/10.3390/molecules26123581
  29. Vattem D.A., Shetty K. Biological functionality of ellagic acid: a review // J. Food Biochem. 2005. V. 29. P. 234. https://doi.org/10.1111/j.1745-4514.2005.00031.x
  30. Caniato R., Filippini R., Cappelletti E. M. Naphthoquinone contents of cultivated Drosera species Drosera binata, D. binata var. dichotoma, and D. capensis // Int. J. Crude Drug Res. 1989. V. 27. P. 129. https://doi.org/10.3109/13880208909053952
  31. Jin J.Q., Qu F.R., Huang H., Liu Q.S., Wei M.Y., Zhou Y., Huang K.L., Cui Z., Chen J.D., Dai W.D., Zhu L., Yao M.Z., Zhang Z.M., Chen L. Characterization of two O-methyltransferases involved in the biosynthesis of O-methylated catechins in tea plant // Nat. Commun. 2023. V. 14. P. 5075. https://doi.org/10.1038/s41467-023-40868-9

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2.

Скачать (1MB)
Метаданные
3.

Скачать (201KB)
Метаданные

© А.В. Моршнева, М.Т. Ханды, В.П. Григорчук, Г.К. Чернодед, Т.Ю. Горпенченко, 2023