Влияние продолжительности фотопериода на эффективность низкотемпературного закаливания Arabidopsis thaliana Heynh. (L.)

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Исследовали влияние продолжительности фотопериода на эффективность низкотемпературного закаливания растений Arabidopsis thaliana (L.) Heynh., экотип Col-0. Закаливание 6-недельных растений проводили при температуре 2°С в течение 1‒5 сут., используя фотопериоды 0, 8 и 16 ч (освещенность 200 мкмоль/(м2 с)). Показано, что растения, подвергнутые закаливанию в темноте, не были устойчивы к морозу, согласно данным по выживаемости и выходу электролитов после тестирующего промораживания (–6°C, 1 сут.). Растения, закаленные на свету (независимо от фотопериода), к концу периода закаливания значительно повысили свою морозоустойчивость. Отношение видимый фотосинтез/темновое дыхание у этих растений было почти в два раза выше, чем в контроле (без закаливания). Вариант с 16-часовым фотопериодом превосходил вариант с 8-часовым освещением, как по максимальным уровням накопления сахаров (почти на 40%), так и по скорости достижения этих уровней в посуточной динамике закаливания. Показано транзиторное увеличение содержания МДА в первые сутки закаливания на свету и отсутствие изменений в содержании МДА при закаливании в темноте, что может свидетельствовать о сигнальной функции продуктов перекисного окисления липидов при закаливании. Установлено влияние продолжительности фотопериода на скорость формирования устойчивости растений A. thaliana к морозу. Более длительная работа фотосинтетического аппарата A. thaliana при 16 ч фотопериоде значительно повышала скорость накопления сахаров при закаливании и, соответственно, скорость формирования устойчивости к морозу по сравнению с 8 ч фотопериодом. Заключено, что для быстрого формирования повышенной устойчивости A. thaliana к морозу требуется сочетание низкой положительной температуры и 16-часового фотопериода.

Об авторах

В. Н. Попов

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт
физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: vnpopov@mail.ru
Россия, Москва

А. Н. Дерябин

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт
физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук

Email: vnpopov@mail.ru
Россия, Москва

Список литературы

  1. Nievola C.C., Carvalho C.P., Carvalho V., Rodrigues E. Rapid responses of plants to temperature changes // Temperature. 2017. V. 4. P. 371. https://doi.org/10.1080/23328940.2017.1377812
  2. Larcher W. Physiological Plant Ecology. Ecophysiology and stress physiology of functional groups. Springer: Berlin, Heidelberg, New York, 2003. P. 513.
  3. Трунова Т.И. Растение и низкотемпературный стресс. 64-е Тимирязевские чтения. М.: Наука, 2007. 54 с.
  4. Theocharis A., Clement C., Barka E.A. Physiological and molecular changes in plants grown at low temperatures // Planta. 2012. V. 235. P. 1091. https://doi.org/10.1007/s00425-012-1641-y
  5. Rihan H.Z., Al-Issawi M., Fuller M.P. Advances in physiological and molecular aspects of plant cold tolerance // J. Plant Interact. 2017. V. 12. P. 143. https://doi.org/10.1080/17429145.2017.1308568
  6. Weiser C.J. Cold resistance and injury in woody plants: Knowledge of hardy plant adaptations to freezing stress may help us to reduce winter damage // Science. 1970. V. 169. P. 1269. https://doi.org/10.1126/science.169.3952.1269
  7. Maurya J.P., Bhalerao R.P. Photoperiod and temperature mediated control of growth cessation and dormancy in trees: a molecular perspective // Ann. Bot. 2017. V. 120. P. 351. https://doi.org/10.1093/aob/mcx061
  8. Wanner L.A., Junttila O. Cold-Induced Freezing Tolerance in Arabidopsis // Plant Physiology. 1999. V. 120. P. 391. https://doi.org/10.1104/pp.120.2.391
  9. Lee C.M., Thomashow M.F. Photoperiodic regulation of the C-repeat binding factor (CBF) cold acclimation pathway and freezing tolerance in Arabidopsis thaliana // PNAS. 2012. V. 109. P. 15054. https://doi.org/10.1073/pnas.1211295109
  10. Трунова Т.И. Световой и температурный режимы при закаливании озимой пшеницы и значение олигосахаридов для морозостойкости // Физиология растений. 1965. Т. 12. С. 85.
  11. Xin Z., Browse J. Cold comfort farm: the acclimation of plants to freezing temperatures // Plant Cell Environ. 2000. V. 23. P. 893. https://doi.org/10.1046/j.1365-3040.2000.00611.x
  12. Campos P.S., Quartin V., Ramalho J.C., Nunes M.A. Electrolyte leakage and lipid degradation account for cold sensitivity in leaves of Coffea sp. plants // J. Plant Physiol. 2003. V. 160. P. 283. https://doi.org/10.1078/0176-1617-00833
  13. Klimov S.V., Astakhova N.V., Trunova T.I. Changes in Photosynthesis, Dark Respiration Rates and Photosynthetic Carbon Partitioning in Winter Rye and Wheat Seedlings during Cold Hardening // J. Plant Physiol. 1999. V. 155. P. 734.
  14. Туркина М.В., Соколова С.В. Методы определения моносахаридов и олигосахаридов // Биохимические методы в физиологии растений / Под ред. Павлиновой О.А. М.: Наука, 1971. 7 с.
  15. Heath R.L., Packer L. Photoperoxidation in isolated chloroplasts. I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation // Arch Biochem. Biophys. 1968. V. 125. P. 189. https://doi.org/10.1016/0003- 9861(68)90654-1
  16. Zuther E., Schulz E., Childs L.H., Hincha D.K. Clinal variation in the non-acclimated and cold–acclimated freezing tolerance of Arabidopsis thaliana accessions // Plant Cell Environ. 2012. V. 35. P. 1860. https://doi.org/10.1111/j.1365-3040.2012.02522.x
  17. Catala R., Medina J., Salinas J. Integration of low temperature and light signaling during cold acclimation response in Arabidopsis // PNAS. 2011. V. 108 P. 16475. https://doi.org/10.1073/pnas.1107161108
  18. Ashworth E.N., Pearce R.S. Extracellular freezing in leaves of freezing-sensitive species // Planta. 2002. V. 214. P. 798. https://doi.org/10.1007/s00425-001-0683-3
  19. Reyes-Diaz M., Ulloa N., Zuniga-Feest A., Gutierrez A., Gidekel M., Alberdi M., Corcuera L.J., Bravo L.A. Arabidopsis thaliana avoids freezing by supercooling // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 3687. https://doi.org/10.1093/jxb/erl125
  20. Deryabin A.N., Trunova T.I. Colligative effects of solutions of low-molecular sugars and their role in plants under hypothermia // Biol Bull Russ Acad Sci. 2021. V. 48. P. 29. https://doi.org/10.1134/S1062359021060042
  21. Kreslavski V.D., Los D.A., Allakhverdiev S.I., Kuznetsov V.V. Signaling role of reactive oxygen species in plants under stress // Russ. J. Plant Physiol. 2012. V. 59. P. 141. https://doi.org/10.1134/S1021443712020057
  22. Foyer C.H., Noctor G. Redox regulation in photosynthetic organisms: signaling, acclimation and practical implications // Antioxid. Redox Signal. 2009. V. 11. P. 861. https://doi.org/10.1089/ars.2008.2177
  23. Shulaev V., Oliver D.J. Metabolic and proteomic markers for oxidative stress. New tools for reactive oxygen species research // Plant Physiol. 2006. V. 141. P. 367. https://doi.org/10.1104/pp.106.077925
  24. Mori I.C., Schroeder J.I. Reactive Oxygen Species Activation of Plant Ca2+ Channels: A Signaling Mechanism in Polar Growth, Hormone Transduction, Stress Signaling, and Hypothetically Mechanotransduction // Plant Physiol. 2004. V. 135. P. 702. https://doi.org/10.1104/pp.104.042069
  25. Pitzschke P., Hirt H. Mitogen Activated Protein Kinases and Reactive Oxygen Species Signaling in Plants // Plant Physiol. 2006. V. 141. P. 351. https://doi.org/10.1104/pp.106.079160
  26. Foyer C.H., Noctor G. Redox Homeostis and Antioxidant Signaling: A Metabolic Interface between Stress Perception and Physiological Responses // Plant Cell. 2005. V. 17. P. 1866. https://doi.org/10.1105/tpc.105.033589
  27. Soitamo A.J., Piippo M., Allahverdiyeva Y., Battchikova N., Aro E.M. Light has a specific role in modulating Arabidopsis gene expression at low temperature // BMC Plant Biology. 2008. V. 8. P. 13. https://doi.org/10.1186/1471-2229-8-13
  28. Kim H.J., Kim Y.K., Park J.Y., Kim J. Light signalling mediated by phytochrome plays an important role in cold-induced gene expression through the C-repeat/dehydration responsive element (C/DRE) in Arabidopsis thaliana // Plant J. 2002. V. 29. P. 693. https://doi.org/10.1046/j.1365-313x.2002.01249.x
  29. Crosatti C., Polverino de Laureto P., Bassi R., Cattivelli L. The interaction between cold and light controls the expression of the cold-regulated barley gene cor14b and the accumulation of the corresponding protein // Plant Physiol. 1999. V. 119. P. 671. https://doi.org/10.1104/pp.119.2.671
  30. Zhang R., Gonze D., Hou X., You X., Goldbeter A. A computational model for the cold response pathway in plants // Frontiers in physiology. 2020. V. 11. e591073. https://doi.org/10.3389/fphys.2020.591073
  31. Zhao C., Zhang Z., Xie S., Si T., Li Y., Zhu J.K. Mutational evidence for the critical role of CBF transcription factors in cold acclimation in Arabidopsis // Plant Physiol. 2016. V. 171. P. 2744. https://doi.org/10.1104/pp.16.00533

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2.

Скачать (118KB)
Метаданные
3.

Скачать (171KB)
Метаданные
4.

Скачать (72KB)
Метаданные

© В.Н. Попов, А.Н. Дерябин, 2023