Влияние эффекторов на каталитическую активность галактонолактоноксидазы из Trypanosoma cruzi

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Исследовано влияние структуры эффекторов – 1,4-бензохинона, коферментов Q и их структурных аналогов – на активность галактонолактоноксидазы из Trypanosoma cruzi (TcGAL) и гомологичного фермента L-галактоно-1,4-лактондегидрогеназы из Arabidopsis thaliana (AtGALDH). С использованием двух форм AtGALDH – природной (дегидрогеназа) и мутантной (проявляющей оксидазную активность) – выявлена роль 1,4-бензохинона и его аналогов как электроноакцепторов AtGALDH и TcGAL. Установлено, что соединения, содержащие метоксигруппы, являются более эффективными электроноакцепторами для TcGAL (коэнзим Q0, 2,6-диметокси-1,4-бензохинон) по сравнению c соединениями, не обладающими OCH3-группами (2,5-дигидрокси-1,4-бензохинон). С применением 2,6-диметокси-1,4-бензохинона как электроноакцептора предложен подход к спектрофотометрическому измерению активности TcGAL по изменению поглощения электроноакцептора в отсутствие дополнительных компонентов (красителя, обесцвечивающегося при взаимодействии с продуктом реакции – аскорбатом). Полученные результаты позволяют проводить более целенаправленный поиск ингибиторов TcGAL, что может рассматриваться как основа для разработки селективных лекарственных средств против болезни Шагаса, вызываемой T. cruzi.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. А. Чудин

ФГБОУ ВО “Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова”

Автор, ответственный за переписку.
Email: andrew_18@inbox.ru

химический факультет

Россия, 119991 Москва, Ленинские горы, 1/3

Е. В. Кудряшова

ФГБОУ ВО “Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова”

Email: Helenakoudriachova@yandex.ru

химический факультет

Россия, 119991 Москва, Ленинские горы, 1/3

Список литературы

  1. Kudryashova E.V., Leferink N.G.H., Slot I.G.M., Van Berkel W.J.H. // Biochim. Biophys. Acta. 2011. V. 1814. P. 545–552. https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2011.03.001
  2. Chudin A.A., Zlotnikov I.D., Krylov S.S., Semenov V.V., Kudryashova E.V. // Biochemistry (Moscow). 2023. V. 88. P. 131–141. https://doi.org/10.31857/S0320972523010074
  3. Chudin A.A., Kudryashova E.V. // Analytica. 2022. V. 3. P. 36–53. https://doi.org/10.3390/analytica3010004
  4. Leferink N.G.H., Fraaije M.W., Joosten H.J., Schaap P.J., Mattevi A., van Berkel W.J.H. // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. P. 4392–4397. https://doi.org/10.1074/jbc.M808202200
  5. Чудин А.А., Кудряшова Е.В. // Биотехнология. 2022. Т. 38. С. 80–85. https://doi.org/10.56304/S0234275822040068
  6. Hihi A.K., Kébir H., Hekimi S.. // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 41013–41018. https://doi.org/10.1074/jbc.M305034200
  7. Hernández-Camacho J.D., García-Corzo L., Fernández-Ayala D.J.M., López-Lluch G., Navas P. // Antioxidants. 2021. V. 10. P. 1785. https://doi.org/10.3390/antiox10111785
  8. Čermáková P., Kovalinka T., Ferenczyová K., Horváth A. // Parasite. 2019. V. 26. P. 17. https://doi.org/10.1051/parasite/2019017
  9. Leferink N.G.H., Van Den Berg W.A.M., Van Berkel W.J.H. // FEBS J. 2008. V. 275. P. 713–726. https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2007.06233.x
  10. Ameixa J., Arthur-Baidoo E., Pereira-da-Silva J., Ončák M., Ruivo J. C., Varella M. T.do N., Ferreira da Silva F., Denifl S. // Comput. Struct. Biotechnol. J. 2023. V. 21. P. 346–353. https://doi.org/10.1016/j.csbj.2022.12.011
  11. Laskowski M.J., Dreher K.A., Gehring M.A., Abel S., Gensler A.L., Sussex I.M. // Plant Physiol. 2002. V. 128. P. 578–590. https://doi.org/10.1104/pp.010581
  12. Alghanmi R.M. // J. Chem. 2019. V. 2019. 1743147. https://doi.org/10.1155/2019/1743147
  13. Detremmerie C., Vanhoutte P.M., Leung S. // Acta Pharm. Sin. B. 2017. V. 7. P. 401–408. https://doi.org/10.1016/j.apsb.2017.06.003
  14. Manal A.A. // Am. J. Life Sci. 2017. V. 5. P. 52–56. https://doi.org/10.11648/j.ajls.20170502.13
  15. Gray J.P., Burgos D.Z., Yuan T., Seeram N., Rebar R., Follmer R., Heart E.A. // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2016. V. 310. P. E394–E404. https://doi.org/10.1152/ajpendo.00250.2015
  16. Shaukat A., Zaidi A,, Anwar H., Kizilbash N. // Front. Nutr. 2023. V. 10. P. 10:1126272. https://doi.org/10.3389/fnut.2023.1126272

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Каталитический цикл ферментов AtGALDH и TcGAL.

Скачать (121KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Структуры 1,4-бензохинона (а) и его аналогов: коэнзима Q0 (б), коэнзима Q1 (в), 2,6-диметокси-1,4-бензохинона (г), 2,5-гидидрокси-1,4-бензохинона (д) и тимохинона (е).

Скачать (95KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Максимальная активность природной формы AtGALDH в водной (натрий-фосфатный буфер) (а) и в мицеллярной (0.1 М АОТ в н-октане, W₀ = 22) (б) средах в зависимости от структуры ЭА в присутствии красителя ДХФИФ. Концентрации: субстрат (1 мМ), ДХФИФ (120 мкМ), AtGALDH (6 нМ). Концентрации ЭА, при которых наблюдалась максимальная активность фермента, указаны в табл. 1.

Скачать (132KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Максимальная активность мутантной формы AtGALDH в водной (натрий-фосфатный буфер, pH 8.8 для CoQ0 и 2,6-диметокси-БХ и pH 7.8 для CoQ1 и БХ) (а) и мицеллярной (0.1 М АОТ в н-октане, pH 8.8 для CoQ0 и 2,6-диметокси-БХ и pH 7.8 для CoQ1 и БХ, W₀ = 22) (б) средах в зависимости от структуры ЭА в сочетании с красителем ДХФИФ. Концентрации: субстрат (1 мМ), ДХФИФ (120 мкМ), AtGALDH (6 нМ). Для сравнения указана активность без добавления ЭА.

Скачать (128KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Зависимость максимальной активности TcGAL в мицеллярной среде (0.1 М АОТ в н-октане, pH 8.8, W₀ = 22) от структуры эффектора (электроноакцептора) в сочетании с красителем ДХФИФ. Концентрации субстрата (1 мМ), ДХФИФ (120 мкМ) и TcGAL (34 нМ) поддерживались постоянными. Для сравнения показана активность TcGAL в присутствии 120 мкМ ФМС по ранее опубликованным данным [3]. Концентрации эффекторов (электроноакцепторов), при которых наблюдалась максимальная активность фермента: 2,5-дигидрокси-БХ (360 мкМ), тимохинон (200 мкМ), CoQ0 (0.72 мкМ), 2,6-диметокси-БХ (24 мкМ). Концентрация ФМС в контрольных измерениях – 120 мкМ.

Скачать (107KB)
Метаданные
7. Рис. 6. (а) – Спектры окисленной и восстановленной форм 24 мкМ 2,6-диметокси-БХ в натрий-фосфатном буфере, pH 8.8); (б) – спектры окисленной и восстановленной форм 24 мкМ 2,6-диметокси-БХ в мицеллярной среде (0.1 М АОТ в н-октане, W₀ = 22, pH 8.8); (в) – спектры реакционной смеси (1 мМ D-арабиноно-1,4-лактон, 24 мкМ 2,6-диметокси-БХ) в мицеллярной среде (0,1 М АОТ в н-октане, W₀ = 22) до и после протекания реакции (добавления 34 нМ TcGAL); (г) – зависимость активности TcGAL от концентрации 2,6-диметокси-БХ (без красителя) и от концентрации CoQ0 (в комбинации с 120 мкМ ДХФИФ), в качестве базовой линии указана активность TcGAL при комбинации 120 мкМ ФМС и 120 мкМ ДХФИФ.

Скачать (316KB)
Метаданные
8. Рис. 7. (а) – Схема ингибирования целевой реакции; (б) – сравнение ингибирующего эффекта аллилтетраметоксибензола и аллилбензола для краситель-содержащих систем (комбинация красителя ДХФИФ и ФМС или Q0 как ЭА) и системы без красителя (2,6-диметокси-БХ как ЭА). Концентрации веществ: 120 мкМ ДХФИФ, 1 мМ АР (субстрат), 34 нМ TcGAL, 24 мкМ 2,6-диметокси-БХ, 120 мкМ ФМС и 0.72 мкМ Q0, 200 мкМ аллилтетраметоксибензола и 200 мкМ аллилбензола. Среда: 0.1 М АОТ в н-октане, W₀ = 22.

Скачать (136KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024