Сезонная динамика активности антиоксидантных ферментов и фотоокислительных процессов у массовых видов макроводорослей Японского моря

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Изучены изменения активности ключевых антиоксидантных ферментов: супероксиддисмутазы, каталазы, глутатионредуктазы и аскорбатпероксидазы, а также изменения уровня перекисного окисления липидов и фотосинтетической активности у 5 массовых видов макроводорослей Японского моря в периоды их зимней и летней вегетации. Установлено, что для большинства исследуемых макрофитов внутригодовые показатели активности антиоксидантных ферментов являются максимальными в холодные месяцы и минимальными в теплое время года. Отмечен стабильно высокий уровень фотосинтеза с декабря по февраль у всех исследованных макроводорослей. Резкое повышение уровня перекисного окисления липидов и подавление фотосинтетической активности зарегистрированы у большинства исследованных видов в июле–августе. Сезонная динамика активности антиоксидантных ферментов и фотоокислительных процессов в тканях макрофитов обсуждается с точки зрения регуляции колебаниями освещенности и температуры воды в местообитании растений.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Е. С. Белоциценко

Национальный научный центр морской биологии им. А.В. Жирмунского (ННЦМБ) ДВО РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: belotsitsenko_es@mail.ru
ORCID iD: 0009-0009-1852-8114
Россия, Владивосток 690041

И. М. Яковлева

Национальный научный центр морской биологии им. А.В. Жирмунского (ННЦМБ) ДВО РАН

Email: belotsitsenko_es@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-0299-6983
Россия, Владивосток 690041

Список литературы

  1. Кравченко А.О., Белоциценко Е.С., Яковлева И.М. и др. Сезонные изменения содержания фотосинтетических пигментов у красной водоросли Ahnfeltiopsis flabelliformis Японского моря // Изв. ТИНРО. 2011. Т. 166. С. 123–133.
  2. Ли Б.Д. Разделение, идентификация и количественное определение фотосинтетических пигментов макробентосных водорослей // Экологические аспекты фотосинтеза морских макроводорослей. Владивосток: ДВНЦ АН СССР, 1978. С. 38–54.
  3. Шилина М.В., Мусатова О.В., Ивановский В.В. Биометрия: учебно-методический комплекс. Витебск: Изд-во Витеб. гос. ун-та им. П.М. Машерова, 2011. 182 с.
  4. Яковлева И.М., Белоциценко Е.С. Антиоксидантный потенциал макроводорослей Японского моря // Биол. моря. 2017. Т. 43. № 5. С. 372–382.
  5. Alscher R.G., Erturk N., Health L.S. Role of superoxide dismutases (SODs) in controlling oxidative stress in plants // J. Exp. Bot. 2002. V. 53. P. 1331–1341. https://doi.org/10.1093/jexbot/53.372.1331
  6. Asada K. Production and scavenging of reactive oxygen species in chloroplasts and their functions // Plant Physiol. 2006. V. 141. P. 391–396. https://doi.org/10.1104/pp.106.082040
  7. Bischof K., Kräbs G., Wiencke C., Hanelt D. Solar ultraviolet radiation affects the activity of ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase-oxygenase and the composition of photosynthetic and xanthophyll cycle pigments in the intertidal green alga Ulva lactuca L. // Planta. 2002. V. 215. P. 502–509. https://doi.org/10.1007/s00425-002-0774-9
  8. Bischof K., Rautenberger R. Seaweed responses to environmental stress: reactive oxygen and antioxidative strategies // Seaweed biology. Ecol. Stud. 2012. V. 219. P. 109–132.
  9. Cruces E., Flores-Molina M.R., Díaz M.J. et al. Phenolics as photoprotective mechanism against combined action of UV radiation and temperature in the red alga Gracilaria chilensis? // J. Appl. Phycol. 2018. V. 30. P. 1247–1257. https://doi.org/10.1007/s10811-017-1304-2
  10. Cruces E., Rautenberger R., Cubillos V.M. et al. Interaction of photoprotective and acclimation mechanisms in Ulva rigida (Chlorophyta) in response to diurnal changes in solar radiation in Southern Chile // J. Phycol. 2019. V. 55. P. 1011–1027. https://doi.org/10.1111/jpy.12894
  11. Galindo V., Levasseur M., Mundy C.J. et al. Contrasted sensitivity of DMSP production to high light exposure in two Arctic under-ice blooms // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 2016. V. 475. P. 38–48. https://doi.org/10.1016/j.jembe.2015.11.009
  12. Gambichler V., Zuccarello G.C., Karsten U. Seasonal changes in stress metabolites of native and introduced red algae in New Zealand // J. Appl. Phycol. 2021. V. 33. P. 1157–1170. https://doi.org/10.1007/s10811-020-02365-0
  13. Graiff A., Karsten U. Antioxidative properties of Baltic Sea keystone macroalgae (Fucus vesiculosus, Phaeophyceae) under ocean warming and acidification in a seasonally varying environment // Biology (Basel). 2021. V. 10. P. 13–30. https://doi.org/10.3390/biology10121330
  14. Granbom M., Pedersén M., Kadel P., Lüning K. Circadian rhythm of photosynthetic oxygen evolution in Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta): dependence on light quantity and quality // J. Phycol. 2001. V. 37. P. 1020–1025.
  15. Heinrich S., Valentin K., Frickenhaus S., Wiencke C. Temperature and light interactively modulate gene expression in Saccharina latissima (Phaeophyceae) // J. Phycol. 2015. V. 51. № 1. P. 93–108. https://doi.org/10.1111/jpy.12255
  16. Jassby A.D., Platt T. Mathematical formulation of the relationship between photosynthesis and light for phytoplankton // Limnol. Oceanogr. 1976. V. 21. P. 540–547.
  17. Ji Y., Gao K. Effects of climate change factors on marine macroalgae: a review // Adv. Mar. Biol. 2021. V. 88. P. 91–136. https://doi.org/10.1016/bs.amb.2020.11.0
  18. Lalegerie F., Gager L., Stiger-Pouvreau V., Connan S. The stressful life of red and brown seaweeds on the temperate intertidal zone: effect of abiotic and biotic parameters on the physiology of macroalgae and content variability of particular metabolites // Adv. Bot. Res. 2020. V. 95. P. 247–287. https://doi.org/10.1016/bs.abr.2019.11.007
  19. Liu C., Zou D., Yang Y. et al. Temperature responses of pigment contents, chlorophyll fluorescence characteristics, and antioxidant defenses in Gracilariopsis lemaneiformis (Gracilariales, Rhodophyta) under different CO2 levels // J. Appl. Phycol. 2017. V. 29. P. 983–991. https://doi.org/10.1007/s10811-016-0971-8
  20. Lohrmann N.L., Logan B.A., Jonson A.S. Seasonal acclimatization of antioxidants and photosynthesis in Chondrus crispus and Mastocarpus stellatus, two co-occurring red algae with differing stress tolerances // Biol. Bull. 2004. V. 207. P. 225–232.
  21. Ma L.-H., Tian L., Wang Y-Q. et al. Physiological and transcriptome analysis of acclimatory response to cold stress in marine red alga Pyropia yezoensis // Algae. 2024. V. 39. № 1. P. 17–30. https://doi.org/10.4490/algae.2024.39.3.7
  22. Migné A., Duong G., Menu D. et al. Dynamics of Fucus serratus thallus photosynthesis and community primary production during emersion across seasons: canopy dampening and biochemical acclimation // Peer Community J. 2021. V. 1. Art. ID e32. https://doi.org/10.24072/pcjournal.42
  23. Rezayian M., Niknam V., Ebrahimzadeh H. Oxidative damage and antioxidative system in algae // Toxicol. Rep. 2019. V. 6. P. 1309–1313. https://doi.org/10.1016/j.toxrep.2019.10.001
  24. Sampath-Wiley P., Neefus C., Jahnke L.S. Seasonal effects of sun exposure and emersion on intertidal seaweed physiology: fluctuations in antioxidant contents, photosynthetic pigments and photosynthetic efficiency in the red algae Porphyra umbilicalis Kützing (Rhodophyta, Bangiales) // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 2008. V. 361. P. 83–91.
  25. Sen S. Antioxidative defense in plants in response to seasonal environmental stress // Asian J. Sci. Technol. 2020. V. 11. № 3. P. 10849–10862.
  26. Shakhmatova O., Ryzhik I. Seasonal dynamics of catalase activity in Cystoseira crinita (Black Sea) and Fucus vesiculosus (Barents Sea) // Ecol. Chem. Eng. Soc. 2020. V. 27. P. 643–650.
  27. Yang J.J., Yu D.C., Ma Y.F. et al. Antioxidative defense response of Ulva prolifera under high or low-temperature stimulus // Algal Res. 2019. V. 44. Art. ID 101703. https://doi.org/10.1016/j.algal.2019.101703
  28. Zhu S., Gu D., Lu C. et al. Cold stress tolerance of the intertidal red alga Neoporphyra haitanensis // BMC Plant Biol. 2022. V. 22. Art. ID 114. https://doi.org/10.1186/s12870-022-03507-x

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Активность супероксиддисмутазы (СОД) у макроводорослей б. Соболь (зал. Петра Великого, Японское море) в периоды зимней и летней вегетации 2005–2006 гг. и 2010 г. Здесь и на рис. 2 и 3 представлены среднеарифметические значения ± SD, n = 4–5; одинаковые надстрочные буквенные индексы показывают отсутствие статистически значимых внутригодовых различий между значениями исследуемого параметра в разные месяцы, при p <0.05 (ANOVA, Turkey HSD test); заглавные буквенные индексы использованы для Ulva lactuca, Costaria costata и Devaleraea stenogona, строчные – для Undaria pinnatifida и Tichocarpus crinitus.

Скачать (194KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Активность каталазы (КАТ) у макроводорослей б. Соболь (зал. Петра Великого, Японское море) в периоды зимней и летней вегетации 2005–2006 гг. и 2010 г.

Скачать (215KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Активность глутатионредуктазы (ГР, 2005–2006 гг.) и аскорбатпероксидазы (АПО, 2010 г.) у макроводорослей б. Соболь (зал. Петра Великого, Японское море) в периоды зимней и летней вегетации.

Скачать (304KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025