Диатомовая водоросль nanofrustulum shiloi как перспективный объект современной биотехнологии

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В статье представлены результаты исследований интенсивной культуры нового для Черного моря вида бентопланктонной диатомовой водоросли Nanofrustulum shiloi (Lee, Reimer et McEnery) Round, Hallsteinsen et Paasche 1999. Подробно описаны особенности процесса выделения вида в альгологически чистую культуру, а также морфологические и таксономические признаки штамма в световом и электронном сканирующем микроскопах. Изучены продуктивность и биохимические характеристики штамма, а также способность к накоплению фукоксантина (Fx) и полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК) в лабораторных условиях. В экспоненциальной фазе роста удельная скорость роста культуры составляла µ = 0.8 1/сут, а максимальная продуктивность P = 0.46 г сухой массы/(сут л). Накопление ПНЖК в биомассе N. shiloi достигало 67.39 мг/г сухой массы водорослей. Концентрация Fx в биомассе в начале стационарной фазы роста составляла 10 мг/г сухой массы. Высокая скорость биосинтеза Fx в клетках микроводоросли, а также состав жирных кислот черноморского штамма позволили отнести N. shiloi к перспективным объектам в биотехнологии.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. А. Благинина

Федеральный исследовательский центр “Институт биологии южных морей имени А.О. Ковалевского” РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: aablaginina@gmail.com
Россия, Севастополь

С. Н. Железнова

Федеральный исследовательский центр “Институт биологии южных морей имени А.О. Ковалевского” РАН; Институт теплофизики имени С.С. Кутателадзе СО РАН

Email: aablaginina@gmail.com
Россия, Севастополь; Новосибирск

Е. С. Мирошниченко

Федеральный исследовательский центр “Институт биологии южных морей имени А.О. Ковалевского” РАН

Email: aablaginina@gmail.com
Россия, Севастополь

Р. Г. Геворгиз

Федеральный исследовательский центр “Институт биологии южных морей имени А.О. Ковалевского” РАН; Институт теплофизики имени С.С. Кутателадзе СО РАН

Email: aablaginina@gmail.com
Россия, Севастополь; Новосибирск

Л. И. Рябушко

Федеральный исследовательский центр “Институт биологии южных морей имени А.О. Ковалевского” РАН

Email: aablaginina@gmail.com
Россия, Севастополь

Список литературы

  1. Vázquez-Romero B., Perales J.A., Pereira H., Barbosa M., Ruiz J. // Sci. Total. Environ. 2022. V. 837. P. 1–10. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2022.155742.
  2. Ahmed S.F., Mofijur M., Parisa T.A., Islam N., Kusumo F., Inayat A. et al.// Chemosphere. 2022. V. 286. Part 1. P. 1–14. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2021.131656.
  3. Maghzian A., Aslani A., Zahedi R. // Energy Reports. 2022. V. 8. № . 4. P. 3337–3349. https://doi.org/10.1016/j.egyr.2022.02.125.
  4. Revellame E.D., Aguda R., Chistoserdov A., Fortela D.L., Hernandez R.A., Zappi M.E. // Algal Research. 2021. V. 55. № . 5. P. 1–6. https://doi.org/10.1016/j.algal.2021.102258.
  5. Wang S., Verma S.K., Said I.H., Thomsen L., Ullrich M.S., Kuhnert N. // Microb. Cell. Fact. 2018. V. 17. № . 1. P. 1–13. https://doi.org/10.1186/s12934-018-0957-0.
  6. Supramaetakorn W., Meksumpun S., Ichimi K., Thawonsode N., Veschasit O.-I. // J. Fish. Environ. 2019. V. 43. № . 3. P. 1–10.
  7. Жузе А.П., Прошкина-Лавренко А.И., Шешукова В.С. Диатомовый анализ. Книга 1. Том 1. / Ред. А. И. Прошкина-Лавренко. М.-Л.: Государственное издательство геологической литературы, 1949. 239 с.
  8. Kuczynska P., Jemiola-Rzeminska M., Strzalka K. // Mar. Drugs. 2015. V. 13. № . 9. P. 5847–5881. https://doi.org/10.3390/md13095847
  9. Геворгиз Р.Г., Железнова С. Н. // Морской биологический журнал. 2020. Т. 5, № 1. С. 12–19. https://doi.org/10.21072/mbj.2020.05.1.02
  10. Dang N.P., Vasskog T., Pandey A., Calay R.K. // Int. J. Biol. Ecolog. Eng.. 2022. V. 16. № . 12. P. 108–112.
  11. Silva B.F., Wendt E.V., Castro J.C., Oliveira A.E., Carrim A.J.I., Gonçalves Vieira J.D., et al. // Algal Research. 2015. V. 9. P. 312–321. https://doi.org/10.1016/j.algal.2015.04.010
  12. Jaramillo-Madrid A.C., Ashworth J., Ralph P. J. // J. Mar. Sci. Eng. 2020. V. 8. № . 2. P. 1–14. https://doi.org/10.3390/jmse8020085
  13. Геворгиз Р.Г., Гуреев М.А., Железнова С.Н., Гуреева Е.В., Нехорошев М.В. // Прикл.биохимия и микробиология. 2022. Т. 58. № 3.
  14. Eilertsen H.C., Eriksen G.K., Bergum J-S., Strømholt J., Elvevoll E., Eilertsen K-E. et al.// Appl. Sci. 2022. V. 12. № 6. P. 1–35. https://doi.org/10.3390/app12063082
  15. Blaginina A., Ryabushko L. // Int. J. on Algae. 2021. V. 23. № . 3. P. 247–256. https://doi.org/10.1615/InterJAlgae.v23.i3.40
  16. Round F.E., Hallsteinsen H., Paasche E. // Diatom Research. 1999. V. 14. № . 2. P. 343–356. https://doi.org/10.1080/0269249X.1999.9705476
  17. Woelfel J., Schoknecht A., Schaub I., Enke N., Schumann R., Karsten U. // Phycol. 2014. V. 53. № . 6. P. 639–651.
  18. Sahin M.S., Khazi M.I., Demirel Z., Dalay M.C. // Biocatalysis and Agricultural Biotechnol. 2019. V. 17. P. 390–398. https://doi.org/10.1016/j.bcab.2018.12.023
  19. Demirel Z., Imamoglu E., Dalay M.C. // Braz. Arch. Biol. Technol. 2020a. V. 63. № . 4. P. 1–8. https://doi.org/10.1590/1678-4324-2020190201
  20. Grubišić M., Šantek B., Zorić Z., Čošić Z., Vrana I., Gašparović B. et al. // Molecules. 2022. V. 27. № . 4. P. 1–27. doi: 10.3390/molecules27041248.
  21. Рябушко В.И., Железнова С.Н., Нехорошев М.В. // Аlgologia. 2017. Т. 27. № . 1. С. 15–21. https://doi.org/10.15407/alg27.01.015
  22. Bae M., Kim M.-B., Park Y.-K., Lee J.-Y. // Biochim. Biophys. Acta Mol. Cell Biol. Lipids. 2020. V. 1865. № . 11. P. 1–7. https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2020.158618
  23. Рябушко Л.И. Микрофитобентос Черного моря. / Ред. А. В. Гаевская. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика, 2013. 416 c.
  24. Guillard R.R.L., Ryther J. // Can. J. Microbiol. 1963. V. 8. № . 2. P. 229–239 https://doi.org/10.1139/m62-029.
  25. Агатова А.И., Аржанова Н.В., Лапина Н.М., Налетова И.А., Торгунова Н.И. Руководство по современным биохимическим методам исследования водных экосистем, перспективных для промысла и марикультуры / Ред А. И. Агатовой. М.: ВНИРО, 2004. 123 с.
  26. Hashimoto T., Ozaki Y., Taminato M., Dass S.K., Mizuno M., Yoshimura K. et al. // British Journal of Nutrition. 2009. V. 102. № . 2. P. 242–248. https://doi.org/10.1017/S0007114508199007.
  27. Kates M. Techniques of Lipidology. Isolation, Analysis and Identification of Lipids. /Ed. T. S. Work, E. Work. Amsterdam; North Holland Publ. 1972. V. 3. Part II. P. 347–390.
  28. Sar E.A., Sunesen I. // Nova Hedwigia. 2003. V. 77. № . 3–4. P. 399–406. https://doi.org/10.1127/0029-5035/2003/0077-0399
  29. Геворгиз Р.Г., Железнова С.Н., Зозуля Ю.В., Уваров И.П., Репков А.П., Лелеков А.С. // Актуальные вопросы биологической физики и химии. БФФХ-2016: Севастополь. 2016. Т. 1. C. 73–77.
  30. Naumov I.V., Gevorgiz R.G., Skripkin S.G., Tintulova M.V., Tsoy M.A., Sharifullin B.R. // Chemical Engineering and Processing – Process Intensification. 2023b. V. 191. P. 1–12. https://doi.org/j.cep.2023.109467
  31. Лелеков А.С., Геворгиз Р.Г., Жондарева Я.Д. // Прикладная биохимия и микробиология. 2016. Т. 52. № . 3. C. 333–338. https://doi.org/10.7868/S0555109916030090
  32. Тренкеншу Р.П. // Экол. моря. 2005. Вып. 67. C. 98–110.
  33. Xia S., Wang K., Wan L., Li A., Hu Q., Zhang C. // Mar. Drugs. 2013. V. 11. № . 7. P. 2667–2681. https://doi.org/10.3390/md11072667.
  34. De Castro Araújo S., Tavano Garcia V.M. // Aquaculture. 2005. V. 246. № . 1–4. P. 405–412. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2005.02.051
  35. Li H.-Y., Lu Y., Zheng J.-W., Yang W.-D., Liu J.-S. // Mar. Drugs. 2014. V. 12. № . 1. P. 153–166. https://doi.org/10.3390/md12010153.
  36. Spilling K., Seppälä J., Schwenk D., Rischer H., Tamminen T. // J Appl Phycol. 2021. V. 33. P. 1447–1455. https://doi.org/10.1007/s10811-021-02380-9
  37. Cointet E., Wielgosz-Collin G., Bougaran G., Rabesaotra V., Gonçalves O., Méléder V. // PLoS ONE. 2019. V. 14. № . 11. P. 1–28. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0224701
  38. Sprynskyy M., Monedeiro F., Monedeiro-Milanowski M., Nowak Z., Krakowska-Sieprawska A., Pomastowski P. et al. // Algal Research. 2022. V. 62. P. 1–30. https://doi.org/10.1016/j.algal.2021.102615
  39. Preston M.R. // Curr. Atheroscler. Rep. 2019. V. 21. № 1. P. 1–11. https://doi.org/10.1007/s11883-019-0762-1
  40. Wang H., Zhang Y., Chen L., Cheng W., Liu T. // Bioprocess Biosyst Eng. 2018. V. 41. № . 7. P. 1061–1071. https://doi.org/10.1007/s00449-018-1935-y
  41. Гладышев М.И. // Журнал Cибирского федерального университета. Серия: Биология. 2012. Т. 5. № . 4. С. 352–386.
  42. Yang R., Wei D., Xie J. // Crit. Rev. Biotechnol. 2020. V. 40. № . 7. P. 993–1009. https://doi.org/10.1080/07388551.2020.1805402
  43. Gevorgiz R.G., Gureev M.A., Zheleznova S.N., Gureeva E.V., Nechoroshev M.V. // Appl.ed Biochem. Microbiol. 2022. V. 58, № . 3. P. 261–268. https://doi.org/10.1134/S0003683822010033
  44. Erdoğan A., Demirel Z., Dalay M.C., Eroğlu A.E. // Turk. J. Fish. Aquat. Sci. 2016. V. 16. № . 3. P. 499–506. https://doi.org/10.4194/1303-2712-v16_3_01

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Лабораторная установка для интенсивного культивирования диатомовой водоросли N. shiloi

Скачать (36KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Изображение в СЭМ N. shiloi на поверхности пластиковых субстратов: а – внешний и б – внутренний вид створок, стрелками показано по одной апикальной поре на обеих концах осевого поля. Масштаб: 1 мкм [15].

Скачать (24KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Клетки N. shiloi в смешанных культурах с цианобактериями: Leptolyngbya sp. (а) и Stanieria sp. (б) в СМ (маштаб 10 мкм).

Скачать (45KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Монокультура N. shiloi, створки в разных ракурсах в СЭМ: а – клетки в цепочках, масштаб: 10 мкм; б – одиночная клетка, в, г – клетки соединенные попарно краевыми шипами, масштаб: 1 мкм.

Скачать (63KB)
Метаданные
6. Рис. 5. СМ-изображение монокультуры N. shiloi, масштаб 10 мкм.

Скачать (47KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Способность N. shiloi оседать на дно лабораторного стакана за 1 мин (а), за 3 ч (б).

Скачать (38KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Динамика биомассы N. shiloi в интенсивной культуре на питательных средах F и 5F. Для накопительной кривой 5F цифрами указаны фазы роста: 1 – экспоненциальная, 2 – замедления, 3 – стационарная. Для накопительной кривой F рассчитана продуктивность в линейной фазе роста по уравнению (2) (отмечено красным) PF/2 = 0.05 г/(л сут), R2 = 0.99. Удельная скорость роста в экспоненциальной фазе для накопительной кривой 5F рассчитана по уравнению (1) (отмечено синим) µ = 0.8 1/сут, R2 = 0.99. Точками указаны средние значения, величина СКО для всех измерений не превышала 0.01 г/л. Стрелкой указан момент измерения ЖК и фукоксантина.

Скачать (13KB)
Метаданные
9. Рис. 8. Биотехнологическая характеристика диатомовой водоросли N. shiloi.

Скачать (98KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024