Decolorization of Dyes in the Bioelectrochemical System Depending on the Immobilization of  Shewanella oneidensis  MR-1 Cells on the Anode Surface and Electrical Stimulation of the External Circuit

A. A. Samkov; Самков А. А.; Yu. A. Chugunova; Чугунова Ю. А.; M. N. Kruglova; Круглова М. Н.; E. V. Moiseeva; Моисеева Е. В.; N. N. Volchenko; Волченко Н. Н.; A. A. Khudokormov; Худокормов А. А.; S. M. Samkova; Самкова С. М.; E. V. Karaseva; Карасева Э. В.

doi:10.31857/S0555109923020125

Обесцвечивание красителей в биоэлектрохимической системе при иммобилизации клеток Shewanella oneidensis MR-1 на поверхности анода и электрической стимуляции внешней цепи

Авторы: Самков А.А.¹, Чугунова Ю.А.¹^,2, Круглова М.Н.¹, Моисеева Е.В.¹, Волченко Н.Н.¹, Худокормов А.А.¹, Самкова С.М.¹, Карасева Э.В.¹
Учреждения:
1. Кубанский государственный университет
2. Кубанский государственный медицинский университет
Выпуск: Том 59, № 2 (2023)
Страницы: 191-199
Раздел: Статьи
URL: https://cardiosomatics.ru/0555-1099/article/view/674635
DOI: https://doi.org/10.31857/S0555109923020125
EDN: https://elibrary.ru/LVGKHT
ID: 674635

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ
Доступ закрыт

Доступ предоставлен
Доступ закрыт

Только для подписчиков

Аннотация
Об авторах
Список литературы
Дополнительные файлы
Статистика

Аннотация

Обнаружено влияние полярности электрической стимуляции внешней цепи биоэлектрохимической системы, а также иммобилизации на аноде клеток Shewanella oneidensis MR-1, содержащих ген пероксидаз класса DyP, на скорость обесцвечивания красителей разных типов. Для красителя трифенилметанового кристаллического фиолетового максимальная скорость обесцвечивания суспендированными клетками S. oneidensis MR-1 составила 2.05 ± 0.07 мкМ/ч и наблюдалась при подключении источника постоянного напряжения 1.2 В прямой полярности. Минимальные скорости наблюдались в случае обратной полярности подключения. При иммобилизации клеток на аноде удельная скорость обесцвечивания была выше, достигая 2.91 ± 0.09 мкМ/ч и не снижалась при повышении концентрации субстрата. Наименьшие показатели также были отмечены для обратного подключения источника напряжения. При обесцвечивании азокрасителя конго красного, максимальные значения скорости отмечены для источника с прямым подключением ионистора и при разомкнутой цепи (0.26 ± 0.01 и 0.29 ± ± 0.02 мкМ/ч соответственно), минимальное значение 0.11 ± 0.02 мкМ/ч наблюдали для обратного подключения. Для продуктов биоэлектрокаталитического обесцвечивания кристаллического фиолетового обнаружено значительное снижение интенсивности главного пика поглощения, соответствующего полосе 590 нм, практически без гипсохромного сдвига. О качественных изменениях состава продуктов обесцвечивания говорит появление нового максимума поглощения в районе 360 нм для варианта с прямой полярностью подключения ионистора. Результаты могут представлять интерес для разработки новых методов биоэлектрохимической очистки.

Ключевые слова

биоэлектрохимическая система, Shewanella oneidensis MR-1, кристаллический фиолетовый, конго красный, биоэлектрокатализ, обесцвечивание, анод, микробный топливный элемент

Список литературы

Дебабов В.Г. // Микробиология. 2008. Т. 77. № 2. С. 149–157.
Решетилов А.Н. // Прикл. биохимия и микробиология. 2015. Т. 51. № 2. С. 268–274.
Li W.-W., Yu H.-Q. // Biotechnol. Adv. 2015. V. 33. P. 1–12.
Алферов С.В., Арляпов В.А., Алферов В.А., Решетилов А.Н. // Прикл. биохимия и микробиология. 2018. Т. 54. № 6. С. 637–643.
Самков А.А., Волченко Н.Н., Худокормов А.А., Калашников А.А., Веселовская М.В. // Политематический сетевой электронный научный журн. Кубанского государственного аграрного университета. 2014. № 101. С. 496–510.
Idris M.O., Kim H.-C., Yaqoob A.A., Ibrahim M.N.M. // Sust. Energy Technol. Assess. 2022. V. 52. B. 102183.
Obileke Ke C., Onyeaka H., Meyer E.L., Nwoko N. // Electrochem. Commun. 2021. V. 125. P. 1–14.
Wang X., Hu J., Chen Q., Zhang P., Wu L., Li J. et al. // Water Res. 2019. V. 156. P. 125–135.
Zhi Z., Pan Y.,Lu X., Wang J., Zhen G. // Sci. Total Environ. 2022. V. 814.https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2021.152736
Wang X., Wan G., Shi L., Gao X., Zhang X., Li X., Zhao J., Sha B., Huang Z. // Environ. Sci. Pollut. Res. 2019. V. 26. P. 31449–31462. https://doi.org/10.1007/s11356-019-05670-5
Воейкова Т.А., Емельянова Л.К., Новикова Л.М., Мордкович Н.Н., Шакулов Р.С., Дебабов В.Г. // Микробиология. 2012. Т. 81. № 3. С. 339–344.
Воейкова Т.А., Емельянова Л.К., Новикова Л.М., Шакулов Р.С., Сидорук К.В., Смирнов И.А. и др. // Микробиология. 2013. Т. 82. № 4. С. 402–407.
Хмелевцова Л.Е., Сазыкин И.С., Ажогина Т.Н., Сазыкина М.А. // Прикл. биохимия и микробиология. 2020. Т. 56. № 4. С. 327–335.
Yang C., Zhang J., Zhang B., Liu D., Jia J., Li F., Song H. // Synth. Syst. Biotechnol. 2022. V. 7. P. 918–927.
Hong Y., Guo J., Xu Z., Mo C., Xu M., Sun G. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2007. V. 75. P. 647–654.
Xiao X., Xu C.-C., Wu Y.-M., Cai P.-J., Li W.-W., Du D.-L., Yu H.-Q. // Bioresour. Technol. 2012. V. 110. P. 86–90.
Lizárraga W.C., Mormontoy C.G., Calla H., Castaneda M., Taira M., Garcia R., Marín C., Abanto M., Ramirez P. // Biotechnol. Rep. 2022. V. 33. P. 1–7.
Shi J., Zhao S., Yu X., Zhou T., Khan A., Yu Z., Feng P., Wang J., Liu P., LiX. // Int. J. Hydrog. Energy. 2019. V. 44. P. 10091–10101.
Ivanova E.P. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. V. 54. P. 1773–1788.
Bose S., Hochell M.F. Jr., Gorby Y.A., Kennedy D.W., McCready D.E., Madden A.S., Lower B.H. // Geochim. Cosmochim. Acta. 2009. V. 73. P. 962–976.
Фалина И.В., Самков А.А., Волченко Н.Н. // Наука Кубани. 2017. № 2. С. 4–11.
Berezina N.P., Timofeev S.V., Kononenko // J. Membr. Sci. 2002. V. 209. P. 509–518.
Jadhav G.S., Ghangrekar M.M. // Bioresour. Technol. 2009. V. 100. P. 717–723.
Tian J.-H., Pourcher A.-M., Klingelschmitt F., Le Roux S., Peu P. // J. Microbiol. Methods. 2016. V. 130. P. 148–153.
Самков А.А., Джимак С.С., Барышев М.Г., Волченко Н.Н., Худокормов А.А., Самкова С.М., Карасева Э.В. // Биофизика. 2015. Т. 60. № 1. С. 136–142.
Самков А.А., Волченко Н.Н., Худокормов А.А., Самкова С.М., Карасева Э.В. // Теоретическая и прикладная экология. 2021. № 1. С. 194–202.
Chhabra M., Mishra S., Sreekrishnan T.R. // J. Biotechnol. 2009. V. 143. P. 69–78.
Singh R., Eltis L.D. // Arch. Biochem. Biophys. 2015. V. 574. P. 56–65.
Lončar N., Colpa D.I., Fraaije M.W. // Tetrahedron. 2016. V. 72. P. 7276–7281.
Zhang Y., Ren J., Wang Q., Wang S., Li S., Li H. // Biochem. Eng. J. 2021. V. 168. P. 1–8.
Kalyani D.C., Patil P.S., Jadhav J.P., Govindwar S.P. // Bioresour. Technol. 2008. V. 99. P. 4635–4641.
Sathishkumar P., Balan K. Palvannan T., Kamala–Kannan S., Oh B.-T., Rodríguez–Couto S. // Clean (Weinh). 2013. V. 41. P. 665–672.
Chen C.-H., Chang C.-F., Ho C.-H., Tsai T.-L., Liu S.-M. // Chemosphere. 2008. V. 72. P. 1712–1720.
Емашова Н.А., Котова И.Б., Нетрусов А.И., Калюжный С.В. // Прикл. биохимия и микробиология. 2009. Т. 45. С. 195–201.
Li C., Luo M., Zhou S., He H., Cao J., Luo J., Fang F. // Int. J. Hydrog. Energy. 2020. V. 45. P. 29417–29429.