Влияние этанола на рост красной микроводоросли Galdieria sulphuraria

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Полиэкстремофильные красные микроводоросли рода Galdieria, обитая в необычных для эукариот условиях горячих серных источников, обладают способностью к гетеротрофии. Показано, что в темновых условиях у модельного вида Galdieria sulphuraria не наблюдали изменения роста в присутствии этанола. При этом на свету, несмотря на проявление известного для клеток стрессорного действия этанола, происходила активизация роста микроводорослей. Усиление клеточного дыхания, наблюдающееся как в темноте, так и на свету еще до активизации роста и фотосинтеза, может указывать на действие этанола как фактора окислительного стресса. Заметное ускорение роста культуры G. sulphuraria, вероятнее всего, происходило в результате стимуляции дыхания этанолом с образованием CО2 и его использования хлоропластами в виде дополнительного углеродного субстрата при фотосинтезе. Рост культуры G. sulphuraria на свету в присутствии этанола заметно снижен по сравнению с наблюдаемым в присутствии классического органического субстрата глюкозы. Можно предположить, что при стрессе, вызванном этанолом, на свету индуцируется система двух последовательных ключевых ферментов в цепи метаболизма первичных спиртов – алкогольдегидрогеназы и ацетальдегиддегидрогеназы, что в результате полного окисления этанола приводило бы к ускорению роста G. sulphuraria, по сравнению с фотоавтотрофной культурой.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Ю. В. Болычевцева

Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской Академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: bolychev1@yandex.ru

Институт биохимии им. А.Н. Баха

Россия, Москва, 119071

И. Н. Стадничук

Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук

Email: bolychev1@yandex.ru
Россия, Москва, 127726

Список литературы

  1. Yoon H.S., Müller K.M., Sheath R.G., Ott F.D., Bhattacharya O. // J. Phycol. 2006. V. 42. P. 482–492. https://doi.org/10.1111/j.1529-8817.2006.00210.x
  2. Pollio A., Cennamo P., Ciniglia C., De Stefano M., Pinto G., Huss V.A.R. // Protist. 2005. V. 156. № 3. P. 287–302. https://doi.org/10.1016/j.protis.2005.04.004
  3. Liu C., Liu J., Hu S., Wang X., Wang X., Guan Q. // Peer J. 2019. 7:e7189. P. 1–10. https://doi.org/10.7717/peerj.7189
  4. Muravenko O., Selyakh I., Kononenko N., Stadnichuk I. // Eur. J. Phycol. 2001. V. 36. P. 227–232.
  5. Miyagishima S., Tanaka K. // Plant Cell Physiol. 2001. V. 62. P. 926–941. https://doi.org/10.1093/pcp/pcab052
  6. Stadnichuk I.N., Tropin I.V. // Biochemistry (Moscow). 2022. V. 87. № 5. P. 472– 487. https://doi.org/10.31857/S0320972522050050
  7. Seckbach J. Overview of Cyanidian Biology. / Eds. J. Seckbach, D.J. Chapman. N.Y.: Springer, 2010. 345 p.
  8. Selosse M.-A., Charpin M., Not F. // Ecol. Lett. 2017. V. 20. № 2. P. 246–263. https://doi.org/10.1111/ele.12714
  9. Přibyl1 P., Cepák V. // J. Appl. Phycol. 2019. V. 31. P. 1555–1564. https://doi.org/10.1007/s10811-019-1738-9
  10. Gross W., Schnarrenberger C. // Plant Cell Physiol. 1995. V. 36. № 4. P. 633–648. https://doi.org/10.1007/s10811-019-1738-9
  11. Oesterhelt С., Schnarrenberger C., Gross W. // Eur. J. Phycol. 1999. V. 34. № 3. P. 271–277. https://doi.org/10.1080/09670269910001736322
  12. Schmidt R.A., Wiebe M.G., Eriksen N.T. // Biotechnol. Bioeng. 2005. V. 90. № 1. P. 77–84. https://doi.org/10.1002/bit.20417
  13. Seckbach J., Baker F.A., Shugerman P.M. // Nature. 1970. V. 227. P. 744–745.
  14. Tischendorf G., Oesterhelt C., Hoffmann S., Girnus J., Schnarrenberger C., Gross W. // Eur. J. Phycol. 2007. V. 42. № 3. P. 243–251. https://doi.org/10.1080/09670260701437642
  15. Lang I., Bashir S., Lorenz M., Rader S., Weber G. // Appl. Phycol. 2022. V. 3. № 1. P. 1–12. https://doi.org/10.1080/26388081.2020.1765702
  16. Čížková M., Vítová M., Zachleder V. Microalgae - From Physiology to Application. / Ed. M. Vitova. IntechOpen. 2019. P. 1–17. https://doi.org/10.5772/intechopen.89810
  17. Selvaratnam T., Pegallapati A.K., Montelya F., Rodriguez G., Nirmalakhandan N., Van Voorhies W., Lammers P.J. // Bioresour. Technol. 2014. V. 156. P. 395–399. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2014.01.075
  18. Duboc P., von Stockar U. // Biotechnol. Bioeng. 1998. V. 58. № 4. P. 426–439. https://doi.org/10.1002/(SICI)1097-0290(19980520) 58:4<428::AID-BIT10>3.0.CO;2-7
  19. Sloth J.K., Wiebe M.G., Eriksen N.T. // Enzyme Microbial. Technol. 2006. V. 38. № 1–2. P. 168–175. https://doi.org/10.1016/j.enzmictec.2005.05.010
  20. Schwern, P., Hübner H., Buchholz R. // Eng. Life Sci. 2016. V. 17. № 2. P. 140–144. https://doi.org/10.1002/elsc.201600004
  21. Voloshina O.V., Bolychevtseva Y.V., Kuzminov F.I., Gorbunov M.Y., Elanskaya I.V., Fadeev V.V. // Biochemistry (Moscow). 2016. V. 81. №. 8. P. 858–870.
  22. Saeki A., Taniguchi M., Matsushita K., Toyama H., Theeragool, G. Lotong, N., Adachi O. // Biosci. Biotechnol. Biochem. 1997. V. 61. № 2. P. 317–323.
  23. Jiang Y., Xiao P., Shao Q., Qin H., Hu Z., Lei A., Wang J. // Biotechnol. Biofuels. 2017. V. 10. № 239. P. 1–16. https://doi.org/10.1186/s13068-017-0931-9
  24. Божков А.И., Мензянова Н.Г., Сысенко Е.И. // Biotechnologia Acta. 2014. V. 7. № 1. P. 93–99.
  25. Rodriguez-Zavala J.S., Rodriguez-Zavala M.A., Ortiz-Cruzm R., Moreno-Sanchez R. // J. Eukaryot. Microbiol. 2006. V. 53. № 1. P. 36–42. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.2005.00070.x
  26. Sloth J.K., Jensen H.C., Pleissner D., Eriksen N.T. // Bioresource Technology. 2017. V. 238. P. 296–305. http://dx.doi.org/10.1016/j.biortech.2017.04.043
  27. Stadnichuk I.N., Semenova L.R., Smirnova G.P., Usov A.I. // Appl. Biochem. Microbiol. 2007. V. 43. P. 88–93.
  28. Sentsova O.Yu. // Botanichesky J. 1991. V. 76. № 1. P. 69–79.
  29. Averina N.G., Kozel N.V., Shcherbakov R.A., Radyuk M.S., Manankina E.E., Goncharik R.G., Shalygo N.V. // Proceedings Nat. Acad. Sci. Belarus. Biol. Series. 2020. V. 65. P. 7–15. https://doi.org/10.29235/1029-8940-2020-65-1-7-15
  30. Lowrey J., Brooks M.S., McGinn P.J. // J. Appl. Phycol. 2015. V. 27. P. 1485–1498. https://doi.org/10.1007/s10811-014-0459-3
  31. Perez-Garcia O., Escalante F.M.E., de Bashan L.E., Bashan Y. // Water Res. 2011. V. 45. P. 11–36. https://doi.org/10.1016/j.watres.2010.08.037
  32. Saura P.P., Chabi M., Corato A., Cardol P., Remacle C. // Front. Plant Sci. 2022. P. 1–18. https://doi.org/10.3389/fpts.2022
  33. Rossoni A.W., Schönknecht G., Lee H.L. Rupp R.L., Flachbart S., Mettler-Altmann T. et al. // Plant Cell Physiol. 2019. V. 60. № 3. P. 702–712. https://doi.org/10.1093/pcp/pcy240
  34. Lin G.-H., Hsieh M.-C., Shu H.-Y. // Int. J. Mol. Sci. 2021. V. 22. P. 9921. https://doi.org/10.3390/ijms22189921
  35. Barbier G., Oesterhelt C., Larson M.D., Halgren R.G., Wilkerson C., Garavito R.M. et al. // Plant Physiol. 2005. V. 137. № 2. P. 460–474. https://doi.org/10.1104/pp.104.051169
  36. Curien G., Lyska D., Guglielmino E., Westhoff P., Janetzko J., Tardif M. et al. // New Phytologist. 2021. V. 231. P. 326–338. https://doi.org/10.1111/nph.17359
  37. Stadnichuk I.N., Rakhimberdieva M.G., Bolychevtseva Yu.V., Yurina N.P., Karapetyan N.V., Selyakh I.O. // Plant Sci. 1998. V. 136. № 1. P. 11–23.
  38. Oesterhelt C., Schmälzlin E., Schmitt J.M., Lokstein H. // Plant J. 2007. V. 51. P. 500–511. https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2007.03159.x
  39. Roth M.S., Westcott D.J., Iwai M., Niyogi K.N. // Commun. Biol. 2019. V. 2. P. 347. https://doi.org/10.1038/s42003-019-0577-1

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Рост культуры G. sulphuraria в темноте без этанола (а) и при добавлении 0.1% этанола (б). Приведены средние значения ± стандартная ошибка среднего (n = 3). Совпадение буквенных обозначений над столбцами указывает на отсутствие статистически значимых изменений в сериях измерений. Доверительный интервал P ≤ 0.05.

Скачать (239KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Изменение скорости поглощения кислорода при темновом дыхании клеток G. sulphuraria, находящихся в темноте без добавления (А) и с добавлением 0.1% этанола (В). * Обозначены статистически значимые различия (см. Методы).

Скачать (136KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Динамика роста культуры G. sulphuraria на свету в течение 11 сут без добавок (А, фотоавтотрофная культура), в присутствии 0.1% этанола (В) и в присутствии 0.1% глюкозы (С). Приведены средние значения и доверительные интервалы (n = 3). Совпадение буквенных обозначений в каждой серии означает отсутствие статистически значимых различий; * Обозначены статистически значимые различия.

Скачать (137KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Спектры поглощения культуры клеток G. sulphuraria на 11 сут роста на свету (а), и те же спектры после вычитания вклада, даваемого светорассеянием, и нормирования в максимуме поглощения хлорофилла (б): 1 – фотоавтотрофная культура; 2 – фотогетеротрофная культура, содержащая 0.1% этанола; 3 – фотогетеротрофная культура, содержащая 0.1% глюкозы (ординаты спектра 3 при 750 нм уменьшены вдвое) .

Скачать (172KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Поглощение кислорода при темновом дыхании (а) и выделение кислорода при фотосинтезе с поправкой на затраты О2 при дыхании (б) в культуре клеток G. sulphuraria при фотоавтотрофном росте (А), фотогетеротрофном в присутствии 0.1% этанола (В) или 0.1% глюкозы (С). * Отмечены статистически значимые различия.

Скачать (396KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Динамика расходования (%) этанола и глюкозы в среде клетками G. sulphuraria: 1 – контроль, среда с 0.1% этанола без клеток; 2 – среда с 0.1% этанола после выращивания G. sulphuraria в темноте; 3 – среда с 0.1% этанола после выращивания G. sulphuraria на свету; 4 – среда с 0.1% глюкозы при световом выращивании клеток. Приведены средние значения ± стандартное отклонение (n = 3).

Скачать (85KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Схема, отражающая баланс между дыханием и фотосинтезом (см. в текст).

Скачать (113KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024